Enzyme II
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Formal Metadata
| Title |
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| Alternative Title |
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| Title of Series | ||
| Part Number | 37 | |
| Number of Parts | 37 | |
| Author | ||
| License | CC Attribution - NonCommercial - NoDerivatives 3.0 Germany: You are free to use, copy, distribute and transmit the work or content in unchanged form for any legal and non-commercial purpose as long as the work is attributed to the author in the manner specified by the author or licensor. | |
| Identifiers | 10.3203/IWF/W-1537 (DOI) | |
| IWF Signature | W 1537 | |
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| Release Date | ||
| Language | ||
| Producer |
Technical Metadata
| IWF Technical Data | Video ; F, 28 min |
Content Metadata
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| IWF Classification |
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CarboxylgruppePeptideEnzymeReaction mechanismAmino acidProteasenPeptide sequenceCarboxypeptidase BC-terminusExopeptidasenCarboxypeptidase A
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MoleculeActive siteEnzymeMultiprotein complexZincAnhydriteCarboxylgruppeEnzymsubstratGlutamic acidAnlagerungBinding energyKatalytische ReaktionAcidAmino acidElektronenakzeptorSauerstoffatomCarbonylgruppeElectronegativityPeptideSpezifitätBearing (mechanical)StyrolWasserstoffionElectronTyrosinOxygenStress (mechanics)CarbonAnionDoppelbindungStickstoffatomNitrogenCarbonElektronenpaarHydron (chemistry)PhenolHydroxylZinkionAromatic hydrocarbonCarboxypeptidase B
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EnantiomereOceanWasserstoffion
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ChymotrypsinTrypsinProteinEnzymeCarboxylgruppeProteasenChymotrypsinEnzymsubstratTertiärstrukturMagnetometerAcidMoleculeAmino acidActive siteAusgangsmaterialHistidineReaction mechanismAspartic acidWasserstoffionZellenradschleuseDisulfidbrücke
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NitrogenCarbonOxygenEnzymsubstratBinding energyHistidineSerineAspartic acidStickstoffatomHydron (chemistry)EnzymeActive siteHydroxylHydrogen bondReceptor (biochemistry)AmineElectronCarboxylgruppeChemical reaction
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ButyrylcholinesteraseRasEsteraseAcetylcholineAcetylcholinesteraseButyrylcholinesterase
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Acetic acidBinding energyHydron (chemistry)CarbonNitrogenCarbonAtomHydrolyseEnzymeActive siteChemical compoundOxygenAnionWasserstoffionRosinEsterEnzymsubstratAcetylcholineOctane ratingTyrosinReaktionsproduktElectric currentElectronCobaltoxideStickstoffatomSerineButyrylcholinesteraseChymotrypsinHydroxyl
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DehydrogenaseDehydrogenaseHydrogenReaction mechanism
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EnzymeEnzymeDehydrogenaseActive siteHydrogenPyridineRiboseMoleculeEnzymsubstratProtein
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EnzymeHydrogenGlucosedehydrogenaseAnlagerungMilchsäureHybridisierung <Chemie>Lactate dehydrogenaseEnantiomereEnzymsubstratChiralität <Chemie>Leaving groupElectronDeuteriumCovalent bondDehydrogenaseNitrogenWasserstoffionMultiprotein complexNiacinHydroxidionPyridine
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EnzymeEnzymsubstrat
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EnzymsubstratEnzymeEndoplasmic reticulumAcoustic membraneCell division
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Pentose phosphate pathwayAcidAcidEnzymeFish pondMultiprotein complexDehydrogenationEnzymsystemKatalysierte ReaktionHydrogenPyrophosphateAcetyleneRecreational drug useInternational Nonproprietary NameKrankheitsübertragungCoenzymAcetyl-CoACoenzym ALiponsäurenPyruvic acidEnzymsubstrat
Transcript: German(auto-generated)
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Zu den gut untersuchten Enzymen mit einigermaßen aufgeklärtem Spaltmechanismus gehört die Carboxypeptidase. Carboxypeptidase A ist eine Exopeptidase.
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Sie spaltet also eine Peptidsequenz von außen, also vom Kettenende her. Der Angriff erfolgt, wie es der Name des Enzyms auch andeutet, vom Carboxylende des Peptidfadens her. Carboxypeptidase greift diese letzte
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Aminosäureeinheit dann besonders leicht an, wenn sie einen aromatischen Ring trägt. Das Carboxypeptidase-Molekül ist etwa kugelförmig gebaut. Man kennt die Primär-, Sekundär- und Tertierstruktur sehr gut.
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Das Molekül trägt das aktive Zentrum in einer breiten Senke in der Moleküloberfläche. Im Zentrum findet sich ein komplex gebundenes Zinkion, das für die Enzymaktion wesentlich ist. Eine hydrophobe Tasche ist am aktiven Zentrum auffällig.
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Sie sorgt für die Spezifizität der Wirkung, denn das Substrat wird mit seinem Aromat in der hydrophoben Region gebunden. Das Zinkion sorgt für eine Verstärkung der Polarisation der Carbonührgruppe
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der zu spaltenden Peptidbindung. Außerdem wirkt das Zinkion zusammen mit der hydrophoben Tasche für die richtige Lagerung des Substrats am Enzyn. Die Spaltung der Peptidbindung beginnt mit einer Aktion der COOH-Gruppe
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der Glutaminsäure in Position 270. Sie bildet eine Art Säureanhydrit mit der Peptidgruppe. Das ist deswegen gut möglich, weil aufgrund des verstärkten Elektronenzugs über den Sauerstoff der Carbonührgruppe zum Zinkion das Kohlenstoffatom der Peptidgruppe positiv polarisiert ist.
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Es ist damit für einen nukleophilen Angriff durch ein Anion gut geeignet. Offensichtlich ist jetzt die mesomere Struktur an der Peptidbindung gestört.
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Der Doppelbindungscharakter zwischen C und N in der Peptidgruppe verliert sich. Das Stickstoffatom kann mit seinem ihm nun wieder zugeordneten freien Elektronenpaar wieder als Protonenakzeptor fungieren.
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Als Protonendonator wirkt ein in der Nähe befindlicher Tyrosinrest in Position 248 der Peptidkette der Carboxypeptidase.
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Durch die Protonenanlagerung wird die Bindung zwischen Kohlenstoff und Stickstoff gespalten. Nun muss noch die Ausgangssituation entsprechend einer Grundsatzforderung einer katalytischen Reaktion wiederhergestellt werden. Dazu wirkt Wasser ein.
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Es dissoziiert. Das Proton wandert an die Phenolatgruppierung des Tyrosins 248. Dort entsteht wieder das freie Phenol.
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Die OH-Gruppe lagert sich an die Säureanhydritbindung zwischen Glutaminsäure und der Carboxylgruppe der zweiten Aminosäure des Substrats. Der Elektronenzug zum Zink-Ion wirkt dabei so, dass die Anhydritbindung zwischen dem Anhydritsauerstoff und dem Kohlenstoffatom der Aminosäure-Carboxylgruppe polarisiert wird.
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Durch die Anlagerung des OH-Ions wird die Säureanhydritbindung gesprengt.
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Es ist die endständige Carboxylgruppe der Aminosäure entstanden, die ehemals an der vorletzten Stelle im Peptidfaden des Substrats stand. Da in der COH-Gruppe 2 Sauerstoffatome vorliegen, ist es verständlich, dass sie jetzt mit ihrer vereinten Elektronegativität
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den Elektronenzug zum Zink-Ion umkehren. Das Spaltprodukt wird folglich vom Emzym abgelöst.
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Schließlich verschwindet noch das andere Spaltprodukt mit dem aromatischen Ring.
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Würde das Tyrosin-248 in völlig unphysiologischer Weise dekonfiguriert sein, dann würde es an gänzlich anderer Stelle zu liegen kommen. Der Angriff des Protonen-Donators könnte nicht auf der richtigen Seite erfolgen.
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Die Spaltung würde viel langsamer ablaufen. Das zeigt die Prinzipien der stereoselektiven Umsetzung eines Enantiomeren am chiralen Reagenzenzym, wo die unterschiedlichen Diastereomeren, die entstehen könnten, unterschiedlich reagieren. Bitte studieren Sie das Beimaterial, wenn Sie diese eben gemachte,
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extrem wichtige Aussage noch einmal wiederholt lesen möchten.
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Chymotrypsin gehört, zusammen mit der im Folien-Spot besprochenen Carboxypeptidase, zu den Proteasen, also zur Gruppe der eiweiß spaltenden Enzyme.
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Da die Proteasen Peptidbindungen spalten und Proteine abbauen, muss bei ihrer Synthese ein Schutzmechanismus vorhanden sein, der verhindert, dass sich diese Enzyme selbst abbauen, bzw. die Zellen des Magens oder Pankreas, in denen die Proteasen produziert werden, selbst andauern.
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Um dies zu erreichen, werden diese Proteasen in nicht aktiven Vorstufen sezerniert, die erst kurz vor Gebrauch umgewandelt werden. Im Fall des Chymotrypsins heißt die Vorstufe Chymotrypsinogen.
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Ein Drahtmodell der Grobb-Struktur zeigen wir hier. Die Kette wird aus 246 Aminosäuren gebildet. 5 Disulfidbrücken sorgen für eine gewisse Vorstrukturierung im Sinne der Terziastruktur. Die beiden aktiven Bezirke, blau markiert, liegen im Chymotrypsinogen weit voneinander entfernt.
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Bei der Aktivierung wird aus der Kette, unter Mitwirkung einer sehr spezifisch wirkenden Protease, ein Bruchstück von 2 Aminosäuren in der Position 14 und 15
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und ein weiteres aus 2 Aminosäuren in Position 146 und 147 aus der Kette herausgeschnitten. Durch diesen Eingriff wird das ganze Molekül so aktiviert, dass nunmehr die beiden Abschnitte des aktiven Zentrums so weiteinander genähert werden können,
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dass das Substrat entsprechend dem Reaktionsmechanismus in Angriff genommen werden kann.
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Chymotrypsin hat im aktiven Zentrum 3 wirksame Reste, nämlich Asparaginsäure in Position 102, Histidin und Serin in Position 195.
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Man findet oft Serin in den aktiven Zentren von Enzymen. Serin wirkt als Protonendonator, nachdem die OH-Gruppe durch die Nachbarschaft aktiviert wurde. Die Reaktion beginnt damit, dass das Serin eine Wasserstoffbrückenbindung eingeht
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zum Aza-Stickstoff des Imidazolrings des Histidins. An diesem Stickstoffatom herrscht eine sehr hohe Elektronendichte. Dort ist ein nukleophiles Zentrum, das das Proton des Serins als Partner mit Elektronendefizit akzeptiert. Der Effekt wird noch dadurch verstärkt, dass im Imidazolring-System ein Elektronenzug ausgeübt wird.
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Er ist eine Folge der Nachbarschaft der Carboxylatgruppe der Asparaginsäure 102. Das aktive Zentrum ist jetzt durch den Serinrest mit negativer Ladung am Sauerstoff und durch positive Ladung am Imidazolring gekennzeichnet.
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An das so vorbereitete Zentrum lagert sich die Peptitbindung des zu spaltenden Substrats so an, dass, wie immer bei chemischen Reaktionen, sich gegensinnig geladene Partialladungsbereiche anziehen.
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Die Anlageung erfolgt aufgrund der Elektronendichteverteilung in der Peptitbindung so, dass ihr Stickstoff sich am Imidazolring und der Kohlenstoff sich am Serinsauerstoff anlagert. Die Peptitbindung wird dabei gespalten, da die Elektronen, die diese Bindung ausmachen,
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in Richtung der neuen Bindungsstellen polarisiert werden. Das Amin entfernt sich vom aktiven Zentrum.
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Es tritt jetzt Wasser als Reaktionspartner auf, das in H-Plus-Ionen und OH-Minus-Ionen dissoziiert.
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Das OH-Minus-Ionen lagert sich an den Teil, der größeres Elektronen Anziehungsvermögen hat, also an den Sauerstoff der Seringruppe. Das Proton wandert zum Imidazolring. Der Azylrest wird am Serinende abgespalten und es entsteht das Serin wieder in der anionischen Form,
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wie sie anfänglich in die Reaktion eintrat. Der zweite Teil des Substrats verschwindet vom Enzym. Das Enzym ist in der Ausgangsform wieder reaktionsbereit.
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Acetylcholin ist als Überträgerstoff im vegetativen Nervensystem ausführlich hier behandelt worden. Nach seiner Ausschüttung muss es wieder inaktiviert werden, wobei die Acetylcholinesterase oder kürzer Cholinesterase wirkt.
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Man weiß, dass Acetylcholin an drei verschiedenen Stellen des aktiven Zentrums der Cholinesterase in Wechselwirkung tritt. Einmal gibt es das anionische Zentrum,
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das mit der positiven Ladung des quartären Stickstoffatoms in Wechselwirkung tritt. Derartig wird das Acetylcholin gebunden.
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Daneben treten die Hydrophobengruppen des Substrats mit Hydrophobengruppen am Enzym in Kontakt. Das führt zur weiteren Bindung und insbesondere zur Ausrichtung am Enzym.
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Neben dem anionischen Zentrum gibt es ein Wirkzentrum oder esteratisches Zentrum, in dem die eigentliche hydrolytische Reaktion abläuft. In ihm wirken hier zusammen eine Emidazolgruppe, ein Serinrest und eine Tyrosingruppe.
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Die Reaktion beginnt mit der Addition eines Protons aus Tyrosin an den nukleophilen Teil der Estergruppierung. Das ist der Brückensauerstoff. Der Elektronenzug des elektronegativen Sauerstoffs zwischen Sauerstoff und Kohlenstoff
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wird durch diese Addition des positiv geladenen Teilchen noch verstärkt. Als Folge wird die Bindung zwischen Kohlenstoff und Sauerstoff noch mehr polarisiert. Das Kohlenstoffatom wird noch positiver geladen. Zwischen Serin und dem Emidazolring spielt sich ein ähnlicher Vorgang ab wie beim Chymotrypsin.
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Der Azzar-Stickstoff des Emidazolrings attrahiert das Proton der Serin-OH-Gruppe, die dadurch als negativ geladener Rest verbleibt. Er tritt in Reaktion mit dem elektrophilen Abschnitt der Acetylcholin-Ester-Gruppierung, nämlich dem Kohlenstoffatom der Ester-Carbonyl-Gruppe.
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Die Esterbindung wird durch diese Beanspruchung aufgelockert und gespalten. Nun erfolgt Hydrolyse.
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Wasser dissoziiert ein Proton ab, das an die Phenolat-Gruppe gebunden wird. Die OH-Gruppe aus dem Wasser wird an das Kohlenstoffatom der Serin-Essigsäure-Ester-Gruppierung addiert. Die Esterbindung zum Serin wird gespalten.
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Es bildet sich Essigsäure und der Serin-U-Rest zurück. Alle Umsatzprodukte verlassen das Zentrum. Wiederholen wir diese Schritte noch einmal.
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1. Addition des Protons vom Tyrosin an den Esterbrückensauerstoff. 2. Attraktion des Wasserstoffatoms aus der Serin-OH-Gruppe durch den Imidazolring und Bildung des Serin-Agnions.
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3. Reaktion des Serins mit dem positiven Teil der Ester-Gruppierung des Substrats, also dem Kohlenstoffatom. 4. Spaltung der Bindung unter Ausbildung der Serin-Acetylverbindung.
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5. Hydrolyse von Wasser, dessen Proton an die Tyrosin-Phenolat-Gruppe geht und der OH-Gruppe, die 6. an das Kohlenstoffatom der Serin-Ester-Gruppierung sich addiert.
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Bildung von Essigsäure und Serin. 7. Entfernung aller Reaktionsprodukte vom aktiven Zentrum.
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Man weiß, dass die Imidazol-Gruppe 5 Angstrom von der anionischen Gruppe entfernt sein muss, an die die Quartäre-Gruppe des Acetylcholins fixiert wird. Die Tyrosin-Gruppe und der Serin-Rest müssen andererseits im aktiven Zentrum einen Abstand von etwa 2,5 Angstrom haben.
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Ein interessanter Mechanismus der Wasserstoffübertragung findet sich bei den meisten Dehydrogenasen.
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Dehydrogenasen übertragen den Wasserstoff fast stets stereospezivisch. Wir stellen diese Enzyme hier noch aus einem anderen Grund vor. Sie gehören zu einer großen Gruppe von Enzymen, bei denen das aktive Zentrum keine Eiweißkomponente ist,
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sondern eine zusätzliche Co-Enzym-Gruppierung. Nach moderner Nomenklatur bezeichnet man sie auch als Co-Substrat. Bei den Dehydrogenasen wirkt hier NAD+.
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Wir zeigen vom NAD-Plus-Molekül hier nur den Pyridin-Ring und den Ribose-Anteil. Die Wasserstoffübertragung erfolgt am Pyridin-Ring-System.
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Dabei wird von einem Substrat Wasserstoff als Hydrition abgespalten, also als negativ geladenes Wasserstoffion, weil bei der Abspaltung aus der kovalenten Bindung mit dem Wasserstoffatom auch noch die bindenden Elektronen abgetrennt wurden. Dieses Hydrition lagert sich am Nikotinsäure-Amit-Ring-System
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an der Stelle mit Elektronenlücke an, die dem Ringstickstoff am entferntesten steht. Durch die Addition wird die Hybridisierung im gesamten Ring geändert. Am Ringstickstoff resultiert dadurch eine Art Gelenkfunktion mit Klappmechanismus.
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Verwendet man jetzt ein Substrat, das deuterierten Wasserstoff enthält, dann findet man nach Anlagerung Chiralität.
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Es gibt hierbei die Möglichkeit, dass der Wasserstoff auf verschiedene Seiten der Ringebene guckt, also dass gleichsam zwei Enantiomere entstehen. Sie sind natürlich nur nachweisbar, solange der Wasserstoff wegen seiner Neutronenzahl als Deuterium anders ist und solange die Anlagerung stereoselektiv erfolgt.
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Schließlich dürfen die Wasserstoffatome ihren Platz am Ring nicht tauschen. Man bezeichnet die Seite des Pyridin-Ring-Systems, an die der Wasserstoff aus Milchsäure mit Hilfe der Milchsäuredehydrogenase addiert wird, als A-Seite.
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Glucosedehydrogenase lagert dagegen auf der anderen Seite an, die man als B-Seite deklariert.
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Zwei Enzyme, die NAD Plus von verschiedener Seite her angreifen, können besonders eng zusammenarbeiten. Durch ein Enzym wird Wasserstoff auf der A-Seite angelagert.
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Von einem anderen Enzym wird er auf der B-Seite wieder abgespalten. Derartig ist die Wasserstoffübertragende Wirkung des NAD Plus NADH-Systems gut erkennbar.
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Für eine effektive Leistung müssen andererseits die beiden Enzyme dicht nebeneinander gelagert in Form eines Multi-Enzym-Komplexes zusammenarbeiten.
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Fast immer müssen Enzyme in der intakten Zelle zusammenarbeiten, weil das Produkt der Reaktion an einem Enzym Substrat für eine nachfolgende Reaktion an einem anderen Enzym ist.
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Es gibt für die räumliche Anordnung drei mehr oder weniger ineinander übergehende Stufen. Einmal können die Enzyme im Zellinneren mehr oder weniger locker geordnet sein. Die Substrate müssen dann auf möglichst kurzen Diffusionswegen dem Konzentrationsgefälle folgend zu den Nachfolgeenzymen wandern.
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Höhere Ordnung zeigt der zweite Fall mit der Fixation der Enzyme an die Oberfläche bestimmter Strukturen, etwa an Membranen, so wie man es im endoplasmatischen Reticulum nachgewiesen hat.
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Nicht selten findet man sogenannte Multi-Enzym-Komplexe, in denen bestimmte, fast immer der Funktion nach, eng zueinander gehörige Enzyme einer Reaktionskette auch räumlich passend zueinander gelagert sind.
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Von den bekannten Beispielen der Multi-Enzym-Komplexe wollen wir hier nur einen herausgreifen, weil wir die durch ihn katalysierte Reaktionsfolge schon einmal im Spot D24 ziemlich ausführlich besprochen haben. Es handelt sich um den Brenz-Traubensäure-Dehydrogenase-Komplex, der letztlich Coenzym A liefert.
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Der Multi-Enzym-Komplex besteht aus drei Enzymen. Im hier Weiß markierten Enzymsystem wird Brenz-Traubensäure dekarboxyliert und Antiaminpyrophosphat gebunden.
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Im zweiten Enzymsystem, rot gekennzeichnet, wirkt Liponsäure mit ihrem langen, frei beweglichen Schwanz als Wasserstoffüberträger. Es entsteht am System 1 Weiß mit Hilfe von Liponsäure, die auf das Coenzym übertragbare Acetylgruppierung und damit Coenzym A.
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Schließlich muss durch Enzymsystem 3, gelb markiert, die Liponsäure wieder dehydriert werden. Der Multi-Enzym-Komplex hat eine Mohlmasse von etwa vier Millionen. Er ist für die Erfüllung seiner Aufgaben offensichtlich ideal eingerichtet.
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In seinem Inneren liegt, hier rot gekennzeichnet, das Liponsäuresystem in Form von acht Einheiten, die wiederum drei Enzymeinheiten enthalten.
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Das Liponsäure-Dehydrierungssystem, gelb symbolisiert, findet sich in Form der korrespondierenden 24 Einheiten auf den Flächen des Würfels in nächster Nähe zur Liponsäure. Das Substrat Brenztraubensäure bzw. das Produkt der Reaktion Acetyl-CoA darf nur kurze Diffusionswege durchmachen.
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Deswegen sind alle 24 Einheiten dieses Systems an den Kanten des Würfels platziert.
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Die hier vorgetragenen Vorstellungen stammen aus elektronenmikroskopischen Untersuchungen bzw. stützen sich auf elektronenmikroskopische Bilder.