Structure and Function of a Biological Light Energy Converter
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Formal Metadata
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| Title of Series | ||
| Number of Parts | 340 | |
| Author | ||
| License | CC Attribution - NonCommercial - NoDerivatives 4.0 International: You are free to use, copy, distribute and transmit the work or content in unchanged form for any legal and non-commercial purpose as long as the work is attributed to the author in the manner specified by the author or licensor. | |
| Identifiers | 10.5446/55121 (DOI) | |
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Content Metadata
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Lindau Nobel Laureate Meetings195 / 340
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NobeliumMoleculeAcoustic membraneCrystalMolecular and Cellular BiologyProteinCleanlinessProteinIon transporterAtrazineMembranpotenzialAmino acidQuinoneMultiprotein complexTransportIoneneOxygenElektronentransferMetabolitePigmentBinding energyUbichinoneElectronFatFettsäurenChemical compoundEisenatomSpeciesQuinoneInhibitorDipol <1,3->Amino acidWaterfallWachstumLaundry detergentSalt (chemistry)Biological membraneThin filmPhosphateLipideStickstoffatomSauerstoffatomStructural elucidationFällungsmittelGeneGenetic engineeringCarbonElektronenakzeptorMixturePeptide sequenceMembran-Anker-SequenzChromosomeHormonrezeptorAggregat <Chemie>Side chainWasserstoffionAtomLecture/Conference
Transcript: German(auto-generated)
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Sehr geehrte Herren Minister, sehr geehrte Ehrengäste, liebe Kollegen, liebe Studenten, meine Damen und Herren.
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Es ist mir natürlich ein besonderes Vergnügen, hier an dieser Stelle zu Ihnen sprechen zu dürfen und solle vielleicht vorausschicken, die Ehre, die mir widerfahren ist, ist eigentlich noch nicht in die tieferen oder höheren Sphären meines Bewusstseins losgedrungen. Sie können mich deshalb weithin als ganz normalen Wissenschaftler ansehen.
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Ich möchte Ihnen eben während meines Vortrags über die Hintergründe und die Methoden der Membranprotein-Kristallisation berichten.
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Sie kurz in die Funktion des Komplexes einführen. Details davon werden Sie im Vortrag von Herrn Reisenhofer hören. Und ich werde dann auch allgemein über die Bedeutung von Membranproteinen referieren. Wenn man als Wissenschaftler daran interessiert ist, die Funktion und die Wirkungsweise eines Proteins zu verstehen,
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ist man darauf angewiesen, die Struktur dieser Proteine zu ergründen. Die einzige Methode, mit der man die Struktur großer Moleküle ermitteln kann, ist immer noch die Röntgenstrukturanalyse.
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Röntgenstrukturanalyse bedeutet, man muss zunächst Kristalle machen. Und das Hauptgebiet, auf dem Kristalle nicht verfügbar waren bis vor kurzem, war das Gebiet der Membranproteine. Dass das Gebiet der Membranproteine nicht ein unerhebliches Gebiet ist, möchte ich Ihnen anhand des ersten Dias erläutern.
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Membranproteine trennen zunächst mal den belebten Raum von der unbelebten Welt ab und katalysieren über die Membran den spezifischen Transport von Ionen und Metaboliten durch die Membran.
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Je nachdem, ob man es um einen energieaufwendigen Prozess zu tun hat oder nicht, spricht man von Pumpen oder Kanälen. Membranproteine sind verantwortlich für die Energieumwandlung in der lebenden Zelle und den Elektronentransport.
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Beispiele hierfür sind die Atemungskette, also zum Beispiel, wie der Sauerstoff in Ihrem Körper verbraucht wird, oder auch die Photosynthese, der wir letzten Endes nahezu alle Energie auf Erden verdanken. Membranproteine haben weitere wichtige Funktionen. Sie sind zum Beispiel Hormonrezeptoren oder Neurotransmitterrezeptoren oder auch Lichtrezeptoren.
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Sie leiten das Signal durch die Membran weiter und wandeln es dadurch um und lösen weitergehende Veränderungen aus. Sie sind auch letzten Endes verantwortlich für die Zell-Zellerkennung und sind daher auch wesentlich bei der Differenzierung,
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letzten Endes auch bei Krebsproblemen verantwortlich. Und auch die Virusinfektionen zum Beispiel laufen über Membranproteine ab. Das Hauptproblem, solche Membranproteine zu kristallisieren, liegt in der Natur der Oberfläche.
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Doch bevor ich soweit komme, möchte ich Ihnen hier mal auf diesem Dia zeigen, was für mich der Anstoß war, mich mit dem Projekt, mit dem Problem der Kristallisation von Membranproteinen zu beschäftigen. Das hier ist Bakteriorotopsin.
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Das sind glasähnliche Aggregate von Bakteriorotopsin, ein Membranprotein, das dem Seepigment im Auge sehr ähnlich ist, dieselbe farbgebende Gruppe aufweist und in gewissen Bakterien eine photosynthetische Funktion ausübt. Wir haben dieses Protein damals verwendet, um andere Transportprozesse mit Lichtenergie zu treiben
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und haben dann bei der Entfernung von Fettstoffen aus solchen Proteinen, der Membran, derartige Aggregate erhalten. Es handelt sich hier ohne Zweifel um Festkörper. Und aufgrund dieser Beobachtung war ich davon überzeugt, dass es auch möglich sein müsste,
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Membranproteine zu kristallisieren und eine Röntgenstrukturanalyse durchzuführen. Hier oben dargestellt ist das Modell einer biologischen Membran. Sie sehen hier Lipidmoleküle, das sind diese Kügelchen mit den zwei Fettschwänzen dran.
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Und die bilden quasi eine Doppelschicht, eine äußere Schicht, eine innere Schicht. Und in diese Schicht eingelagert sind die Membranproteine. Membranproteine haben nun eine polare, das heißt wasserliebende Oberfläche, wo sie hier im Kontakt mit der wässrigen Phase auf beiden Seiten der Membran sind.
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Und sie haben eine fettliebende Oberfläche, wo sie hier in Kontakt mit den Alkanketten der Lipide stehen. Und man kann solche Membranproteine deshalb nicht einfach in wässriges Milieu überführen. Man muss Detergensien verwenden. Detergensien kennen Sie alle aus dem täglichen Leben.
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Das sind Waschmittel. Und solche Waschmittel wirken, indem sie mit Zellen bilden, Kügelchen. Und in diese Kügelchen werden Schmutz oder auch Membranproteine aufgenommen. Nach Zugabe von Detergens löst sich die Membran auf. Und man hat diese Situation, Detergens mit Zellen und mit Zellen, in denen wir solche Membranproteine haben.
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Und wir müssen dann diese Membranproteine durch verschiedenste Fahrensweisen reinigen und charakterisieren. Für die Strukturuntersuchung benötigen wir dann Kristalle. Das heißt, wir müssen diese Membranproteine mit ihren ungewöhnlichen Eigenschaften in Form von Kristallen anordnen können.
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Und zwei prinzipielle Methoden, Möglichkeiten sind hier auf diesem Jahr gezeigt. Man kann zunächst mal versuchen, die Membran zu erhalten und in der Membran quasi in den zwei Dimensionen diese Proteine zu orientieren. Und dann quasi in der dritten Richtung weitere Schichten anzulagern, die orientiert
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sind bezüglich der Translation, bezüglich ihrer Fähigkeit und auch bezüglich der Rotation. Man hätte dann einen perfekten dreidimensionalen Kristall. Die Membran wäre noch vorhanden. Und man könnte auch Aussagen über Lipid-Protein-Wechselwirkung treffen.
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Das Hauptproblem jedoch ist, man hat zwei Arten von Wechselwirkung. Hier Hydrophobe, also wasserabstoßende Wechselwirkung in der Membran und ausschließlich polare Wechselwirkung senkrecht dazu. In einer vernünftigen Kristallisationsprozedur müssten wir beide Arten der Wechselwirkung gleichzeitig erhöhen.
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Und das ist schwierig zu erreichen. Deswegen glaube ich nicht, dass wir mit diesem Typ von Membran-Proteinen-Kristallen letzten Endes zum Ziel kommen. Die Alternative ist hier dargestellt. Wir versuchen einfach die Membran-Proteine hier dargestellt in den Detergens mit Zellen, die Sie hier sehen, zu kristallisieren.
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Und uns darauf zu verlassen, darauf zu hoffen, dass polare Wechselwirkung an den polaren Oberflächenbezirken der Membran-Proteine für den Aufbau des Kristallgitters verantwortlich sind. Sie sehen anhand dieses einfachen Dias, was die Hauptprobleme bei der Methode sind.
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Wir müssen nämlich darauf achten, dass die Detergens mit Zellen, die eine passive Rolle einnimmt, eine Schutzfunktion, dass diese Detergens mit Zellen nicht zu groß wird, weil sonst durch Überlappung der Detergens mit Zellen ein positiver Kontakt, ein produktiver Kontakt der polaren Protein-Oberflächen unmöglich wäre.
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Das heißt, wir müssen darauf achten, die Detergens mit Zellen, die Waschmittel mit Zellen, so klein als möglich zu halten. Das hat zur Folge, dass wir möglichst kleine Detergenzien verwenden müssen. Und einige der Detergenzien, die man verwenden kann, sind hier dargestellt. Wir haben zum Beispiel hier das Oktylglykosid, das wir verwenden bei der
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Kristallisation von dem Bakteriorhodopsin, das wir auf dem zweiten Dia bereits gesehen haben. Dann haben wir hier das N-Endymethyldeutekylamin N-Oxid, das ist als Detergens etwa gleich groß, hat jedoch eine kleinere polare Kropfgruppe, was einen bedeutenden Vorteil gegenüber dem Oktylglykosid darstellt.
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Zum Vergleich haben wir hier ein Detergens Triton X100, welches das beliebteste Waschmittel in der Membran-Niochemie ist. Hat allerdings den großen Nachteil, dass es nur eine schwache, dafür jedoch sehr große polare Kropfgruppe aufweist, die einen Großteil der polaren Oberfläche von Membran-Proteinen abdeckt.
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Mit diesem Oktylglykosid konnten wir innerhalb sehr kurzer Zeit, damals in Würzburg, diese Kristalle erzielen. Das sind Kristalle von Bakteriorhodopsin, nadelförmige Kristalle, die jedoch zu unserer Enttäuschung nicht für eine Röntgenstrukturanalyse geeignet waren.
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Wenn wir andere Salze zum Fällen verwendet haben, haben wir diese Kuben erhalten, diese Würfel. Und Sie sehen hier noch ein zweites Problem. Wenn man Fällungsmittel dazusetzt, sieht man eine schwierige Waschmittel-Detergensphase, in der solche Membran-Proteine und Kristalle aufgenommen werden und dort ziemlich schnell denaturieren,
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sodass wir diese Ausbildung dieser Detergensphase, die Sie hier sehen, vermeiden müssen. Ein weiter gehender Gedanke, als wir bis dorthin nicht zum Ziel kamen mit dem Bakteriorhodopsin war, kleine amphiphile Moleküle zuzusetzen, zum Beispiel Heptan-1,2-Triol-Moleküle,
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die im Prinzip ähnlich aufgebaut sind wie Detergensmoleküle, doch jedoch kleiner sind und deshalb alleine keine mit Zellen bilden können. Diese amphiphilen Moleküle sollen Detergensmoleküle ersetzen, die nicht in das vom Membran-Protein gebildete Kristallgitter passen.
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Des Weiteren haben wir zu beachten eine spezifische Wechselwirkung der Triol-Kopfgruppe mit den Proteinen. Von den verschiedenen Isomeren, also sehr ähnlichen Verbindungen der Heptan-1,2,3 Triols,
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kann nur eine bei der Kristallisation dieses Reaktionszentrums verwendet werden. Solche amphiphilen Moleküle bilden auch mit Detergensien gemischte mit Zellen und die sind kleiner als die reinen Detergens-Mizellen, sodass ein größerer Anteil der polaren Proteinoberfläche für die Kristallisation, für die Kristallbildung zur Verfügung steht.
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Mit dieser Idee im Hinterkopf habe ich die Chemikalienkataloge der größeren Hersteller durchgewälzt und alles bestellt, was am einen Ende polar und am anderen Ende hydrophob war, gekauft und eingesetzt zu den Kristallisationsansätzen.
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Ich habe etwa 20 weitere Verbindungen mit meinen sehr bescheidenen organisch-chemischen präparativen Kenntnissen selber synthetisiert, darunter der Heptan-Triol und den Effekt können Sie hier sehen. Anstelle von diesen Würfeln, die ich Ihnen vorher gezeigt habe, erhalten wir jetzt schön aussehende hexagonale Säulen von diesen Proteinen.
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Sie können hier auch sehen, dass leider das Protein instabil wird bei der Anwesenheit dieser Verbindungen, sodass wir hier wiederum limitiert sind. Das erfolgte über einen Zeitraum von etwa zwei bis drei Jahren, nachdem ich eine ganze Reihe von Parametern variiert hatte und ich auch versucht hatte, in das Protein reinzudenken,
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habe ich den entscheidenden Parameter überhaupt variiert, nämlich das Protein. Ich habe mich dann entschieden, mit dem Purpobakterium Rhodopseudomonas viridis zu arbeiten. Hier zeigt Ihnen eine elektronenmikroskopische Aufnahme eines solchen Bakteriums.
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Sie sehen hier die Bakterienmembran außenrum. Und wenn dieses Bakterium bei niederen Lichtintensitäten photosynthetisch gezogen wird, bildet es den photosynthetischen Apparat aus, der hier besonders einfach gebaut ist. Sie nämlich diese Membranstapel, die weit über die Hälfte des gesamten Zellinnenraums ausfüllen.
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Dazu kommt der Vorteil, dass wir hier diese Kügelchen, die Sie hier in diesen Membranen sehen, sind die einzigen Proteinkomponenten. Sie enthalten sieben Proteine, davon sind vier Bestandteile des Reaktionszentrums, drei von den Lichtsammlerpigment-Proteinkomplexen.
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Man kann dann diese Membranen leicht isolieren, die Membranen auflösen und das Reaktionszentrum heraus isolieren. Das isolierte Reaktionszentrum von Rhodopseudomonas viridis hat folgende Proteinzusammensetzung. Ich möchte Ihnen jedoch zunächst mal den Namen Rhodopseudomonas viridis übersetzen, damit Sie sich den Namen besser merken können.
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Rhodos heißt rot, Pseudo heißt falsch, Monas ist eine Einheit oder Zelle und viridis ist grün. Deshalb heißt es zusammengenommen, eine rote, falsche Zelle, die grün ist.
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Hier aufgelistet sind die Protein-Undereinheiten im Reaktionszentrum. Wir haben hier zunächst eine Zytochrom-Undereinheit, die enthält vier Hemmgruppen als elektronenübertragende Gruppen. Dann haben wir eine H-Undereinheit, wobei H für heavy, schwer also steht,
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weil das Molekulargewicht, das man aus der Elektroforese erhält, mit der Elektroforese bestimmt 35.000 beträgt. Das tatsächliche allerdings durch 28.500 besteht aus 258 Aminosäuren. Die M-Undereinheit, mittlere Undereinheit, hat ein apparentes Molekulargewicht von 28.000, tatsächlich jedoch 36.000.
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Die L, die leichte Kette, 24.000 apparentes Molekulargewicht und 30.500 tatsächliches Molekulargewicht. Sie sehen hier ein weiteres Problem beim Umgang mit Membranproteinen. Es steht uns keine einfache Methode zur Verfügung, um die Größe dieser Proteine zu ermitteln.
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Deshalb steht hier, die schwere Undereinheit ist tatsächlich die leichteste Undereinheit. Die Funktion dieses sogenannten Reaktionszentrums ist die einer lichtgetriebenen Elektronenpumpe. Ein Physiker könnte auch sagen, es ist eine fotogalvanische Zelle. Oder ein Biochemiker könnte sagen, es ist eine lichtgetriebene Zytochrom-Ubichinon-Oxidoreduktase.
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Der Pigmentapparat ist hier in seinem funktionellen Zusammenhang dargestellt. Wir haben vier Bakterioklorophyll-Moleküle. Verwandte, also des Farbstoffs, wie Sie hier auch in den Blättern hier unten sehen.
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Dann haben wir zwei Bakteriophytien, sind verwandte Moleküle, die jedoch kein Magnesium enthalten. Und zwei der Bakterioklorophylle bilden den allerersten, den primären Elektronen-Donor, der auch special pair, spezielles Paar genannt wird. Das Elektron wird zunächst mit einer Zeitkonstante von 2,8 Pikosekunden,
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also in einer sehr kurzen Zeit zur Veranschaulichung. In einer Pikosekunde legt das Licht gerade 0,3 Millimeter zurück auf einen Bakteriophytien. Von dem Bakteriophytien wird es weiter transportiert zu einem Mennachinon 9.
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Das primäre Chinon wird auch als QA bezeichnet. Und von QA zu QB, das ist ein Ubichinon 9 in Rotopseudomonas, und beide Chinone sind an ein zweiewähriges Nichthemmeisenatom gebunden. Nicht zu vergessen ist die Anwesenheit eines Karotenoids, eines Karotidemoleküls.
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Diese Moleküle dienen zum Schutz zur Ausbildung von Singulet-Sauerstoff, vor allem die Kombination von Sauerstoff und Licht im Anwesenheit von Pigmenten ist in der Natur, in der Biologie tödlich. Sie werden es auch schon in Form von Sonnenbrand persönlich gemerkt haben.
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Diesen Komplex konnte ich 1981 dann in München kristallisieren in der Österreichischen Abteilung. Und wir haben damals dann auch mit der Rundenstrukturanalyse angefangen. Die Länge dieser Kristalle beträgt etwa 1 bis 2 Millimeter, der Durchmesser 0,4 bis 0,5 Millimeter.
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Die Kristalle waren von Anfang an wohl geordnet. Und Sie sehen hier auf dieser Aufnahme von einer Rindenbeugungsaufnahme mehr als 6000 dunkle Punkte. Man hat etwa 150 solcher Aufnahmen, die dann einen Datensatz zum Beginn der Auswertung darstellen.
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Und die Auflösung für die Fachleute unter Ihnen beträgt hier etwa 2,3 Angstrom-Auflösungen. Diese Filme haben wir ab Mitte 1982 an Hans Deisenhofer aus der Abteilung Huber zur Auswertung weitergegeben, der dann einen Großteil der Rechenarbeiten des Modellbaus und der Verfeinerung der Struktur durchgeführt hat.
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Er wird Ihnen im Rahmen seines Vortrags vermutlich mehr darüber erzählen. Das Ergebnis der Computerarbeit ist dann eine Elektronendichtekarte. Die Elektronendichte ist hier dargestellt in Form eines solchen roten Käfigs. Und eingefügt in dieses Modell ist ein Bakteriochlorophyll-Molekül im Blau.
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Und Sie sehen, dass wir hier sogar Elektronendichte für alle Seitenketten der Bakteriochlorophyll-Moleküle haben, sodass wir sie eindeutig orientieren können mit einer Ausnahme. Sie sehen hier eine Acetylseitenkette. Eine dieser Seitenketten ist ein Sauerstoffatom, das andere ein Kohlenstoffatom.
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Und wir können aufgrund der Elektronendichte natürlich nicht entscheiden, ob das hier der Sauerstoffatom oder das hier der Sauerstoffatom ist, sondern für diese Information müssen wir noch weitere chemische Parameter zur Verfügung haben. Hier sehen Sie auch das Karotenidemolekül, das wie gesagt diese Schutzfunktion gegen die schädlichen Wirkungen des Lichts aufweist.
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Das erste wichtige Ergebnis, das wir hatten, ist die Anordnung des Pigmentapparates in der Zelle. Sie sehen hier bereits die zwei großen Überraschungen der Strukturaufklärung überhaupt.
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Sie sehen zunächst mal hier oben eine Linearikette von vier Hemmgruppen. Man hatte bisher immer geglaubt, dass die Hemmgruppen parallel vermutlich in der Membran angeordnet sind. Das ist jedoch nicht so. Sie befinden sich auf einer Seite der Membran in einer linearen Anordnung, wie Sie hier sehen können. Das eigentliche Herz des Reaktionszentrums ist hier der primäre Elektronendono, das Béchelpère.
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Das ist hier etwas von schräg gezeigt. Und davon ausgehend gibt es symmetrisch angelegt zwei Äste von Pigmenten. Das war die zweite Überraschung, mit der niemand gerechnet hatte. Das war natürlich zunächst ein verwirrendes Ergebnis, weil man dann natürlich nicht wusste,
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wird das Elektron hier über die Membran gepumpt transferiert oder über diesen Pigmentast über die Membran transferiert. Oder werden beide Äste für den Elektronentransport verwendet. Diese Frage konnten wir mithilfe spektroskopischer Untersuchungen an den Kristallen und dem Vergleich mit den Röntgenstrukturdaten eindeutig klären.
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Zumal bekannt war, dass nur ein Bakteriephäophytin das Licht bei längeren Wellenlängen absorbiert in den Elektronentransport involviert ist. Und zwar eindeutig dieses Bakteriephäophytin-Molekül. Sodass wir heute mit Sicherheit sagen können, dass das Elektron ausgehend vom primären Elektronendono hier
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zunächst auf diesen Pigmentast auf dieses Bakteriephäophytin transferiert wird. Und von dort zu dem W nach Chinon, dem primären Chinon. Dann parallel zum Membran zu dem sekundären Chinon QB hier rüber. Bezüglich des Elektronentransfers erscheint dieser zweite Ast ein Relikt der Evolution und heute dazu nicht mehr benötigt zu werden.
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Wir haben jedoch hier auf diesem Ast im Kontakt das Karoteneridemolekül hier dargestellt im Blau. Das die Ausbildung von Triblets des primären Elektronendonos verhindert, zumindest den verwandten Bakterien.
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Und damit die Ausbildung von diesen tödlichen Sauerstoffradikalen verhindert. Die Rolle dieses zusätzlichen Bakterioklorophöls ist jetzt der allererste Elektronenakzeptor. Oder vermittelt es lediglich den Elektronentransfer von hier nach hier. Ist ein Gegenstand heißer und hitziger Debatten in den Naturwissenschaften.
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Vor allem hat jetzt diese Struktur Anlass zu weitergehenden theoretischen Untersuchungen von Seiten von Physikern gegeben. Und die ursprüngliche Befürchtung, dass unsere Arbeit eine große Reihe von Physikern brotlos machen würde, hat sich nicht bewahrheitet.
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Sondern sie mussten lediglich ihre Aufgabenstellung verändern. So dass jetzt auf einem etwas anderen Niveau ausgehend von der Struktur sich mit dem theoretischen Verständnis des Elektronentransfers beschäftigen können. Bevor ich auf den Proteinteil komme, muss ich Ihnen sagen, dass auch wir in der Strukturforschung nicht ohne Gentechnologie auskommen können.
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In dem Fall mussten wir die Sequenz der Minosäuren der Protein-Undereinheit bestimmen. Das geht bei großen Membranproteinen eigentlich nur, indem man mit gentechnologischen Methoden die DNA, die Gene isoliert und die Sequenz der Nukleinsäurebausteine bestimmt.
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Das gelang uns zunächst für die Hafer, die schwere Untereinheit, deren Gen irgendwo auf dem Chromosom des Bakteriums lokalisiert ist. Und in keiner Beziehung zu den Genen der restlichen Dreiprotein-Undereinheiten steht. Wir finden zunächst mal eine L, das Gen für die L-Undereinheit, dann das Gen für die M-Undereinheit, das Gen für die Zytochrom-Undereinheit,
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die zusammen eine polyzistronische Message, also eine polyzistronische Boden-RNS bilden, zusammen mit den Alpha- und Beta-Undereinheiten des Licht-Sammler-Pigment-Protein-Komplexes.
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Mit der Sequenzinformation konnten wir im Detail den Verlauf der Peptikketten verfolgen. Sie sehen hier den Kettenverlauf der L-Undereinheit, das ist jetzt etwas von der Membran hinweggekippt, sodass man den Proteinkettenverlauf im Detail sehen kann.
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Wir haben hier das aminoterminale Ende auf der inneren Seite der Membran, dann haben wir hier eine Helix, in der die Proteinkette durch die Membran verläuft. Dann haben wir hier eine reichlich komplexe Verknüpfung zur zweiten Transmembranhelix, die Sie hier sehen. Dann die einzige kurze Verknüpfung zwischen zwei Transmembranhelices. Hier die dritte Transmembranhelix, hier wiederum eine relativ komplexe Verknüpfung.
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Und hier eine kurze Helix parallel zur Membran, die hier in Violett gezeigt ist. Die fünfte Transmembranhelix dann hier runter. Dann eine Richtungsänderung im Peptikkettenverlauf, eine kurze Helix, die teilweise in die Membran reinführt. Das ist ein überraschendes Strukturelement.
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Dann haben wir hier die Proteinkette als gestreckte Kette zurück. Und die fünfte Transmembranhelix hier, bevor wir hier am karboxyterminalen Ende eine zweite kurze Transmembranhelix haben. Die M-Unter-Einheit zeigt einen ausgesprochen ähnlichen Proteinkettenverlauf.
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Das können Sie vielleicht sehen, die fünf Transmembranhelices hier. Hier eine Helix parallel zur Membran. Diese Helix haben Sie gesehen, die kleine Helix hier am Ende haben Sie gesehen. Die Unterschiede sind hier ein längeres Aminoterminalesende, eine längere Verknüpfung der ersten und zweiten Transmembranhelices.
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Hier eine komplexere Verknüpfung der vierten und fünften Transmembranhelices. Und hier ein Wurmfortsatz von 17 Aminosäuren, deren Spezialität von Rotopseudomonas virides ist. Die L- und M-Unter-Einheit zusammen bilden quasi das Herz des Reaktionszentrums.
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Das ist jetzt ein Blick parallel zur Membran auf das Reaktionszentrum. Sie sehen hier in Rot die L-Unter-Einheit, in Blau die M-Unter-Einheit, zusammen mit den Pigmenten in Violett. Und hier sehen Sie den primären Elektronentoner, der sich genau an der Oberfläche zwischen den beiden Protein-Unter-Einheiten befindet.
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Der Pigmentweg, der für den Elektronentransfer verwendet wird, ist dieser auf der Seite, der mit der L-Unter-Einheit assoziiert ist. Bevor das Ganze hier auf der elektronenakzeptierenden Seite, auf der Innenseite der Membran etwas verwirrend wird,
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weil die rote Unter-Einheit hier rüberkommt in den Bereich der roten Unter-Einheit und damit zu territorialen Problemen führt. Und auch hier ist das Ringsystem des primären Chinons QA bindet. Umgekehrt wird das sekundäre Chinon hier von der roten Unter-Einheit, der L-Unter-Einheit gebunden.
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Und anstelle des sekundären Chinons sehen Sie hier einen kompetitiven Inhibitor für das QB. Diese Verbindungen sind auch von wirtschaftlichem Interesse. Und wir haben hier den Bezug zum Ressort von Herrn Landwirtschaftsminister Kichle,
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weil diese Verbindungen als Herbizide dazu dienen, das Wachstum von Unkräutern auf den Feldern zu verhindern. Und wir haben vor allem eine Klasse von solchen Herbiziden zum ersten Mal im Detail den Wirkungsmechanismus aufgeklärt. Das war ein sehr überraschendes Ergebnis.
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Und Sie sehen anhand dieses Ergebnisses, dass man heutzutage reine Grundlagenforschung und letzten Endes Forschung, die dann zu Anwendungsrelevanz führt, nicht trennen kann. Das ist vor allem deswegen von Interesse, weil die Verbindungen, die hier an diesem Reaktionszentrum wirken, dass Atrazin und Verwandte sind. Ohne ihnen ist die Umweltproblematik des Atrazins hinreichend bekannt.
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Die chemische Industrie, agrochemische Industrie erhofft sich natürlich, dass sie jetzt in der Lage ist, bessere Herbizide zu entwickeln, die in der Lage sind, etwa Atrazin abzulösen und auch geringere umweltpolitische, umweltrelevante Probleme mit sich bringt. Ich hatte erwähnt, dass wir im Reaktionszentrum zwei Elektrontransportwege haben,
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wobei heutzutage nur noch eine verwendet ist und der zweite ein Relikt der Evolution darstellt. Es scheint ganz klar zu sein, dass vor drei bis vier Milliarden Jahren in der Evolution ein völlig symmetrisches Reaktionszentrum existierte, wo L- und M-Untereinheit identisch waren
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und zwei Wege für den Elektrontransfer über die Membran existieren. Dieses ursprüngliche Reaktionszentrum hatte das Problem, dass auf der elektronenakzeptierenden Seite
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die beiden Chinone nur dann Energie speichern können, wenn sie zwei Elektronen in Serie erhalten. Das hat bei zwei Wegen über die Membran die Folge, dass wenn das erste Elektron auf einem Chinon endet, das zweite Elektron 50%ige Wahrscheinlichkeit hat, entweder auf dem anderen Chinon zu enden
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oder auf dem selben Chinon. Und wenn es auf dem zweiten Chinon endet, dann haben wir das Problem, wir haben zwei Semi-Chinone im selben Protein. Diese Semi-Chinone sind nicht stabil und das Elektron geht innerhalb von Sekunden verloren, wenn nicht ein drittes Elektron hier nachgeliefert wird.
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Ein Ausweg aus diesem Problem ist dann, dass man die beiden Chinonen, also hier Q1, Q2, hintereinander schaltet und damit Elektronentransfer hier möglich macht, sodass dann als Konsequenz zwei Elektronen immer auf dem selben Chinon enden müssen. Und dieses doppelt reduzierte Chinon wird dann zweimal
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protoniert von der Innenseite der Membran und als Hydro-Chinon aus dem Reaktionszentrum freigesetzt ein anderes oxidiertes Chinon gelangt in das Reaktionszentrum. Dieser Austausch für das andere Chinon ist im Laufe der Evolution mit Sicherheit abgeschaltet worden.
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Dieser Pigmentast ist deshalb heute ein Relikt der Evolution. Es ist jedoch so, dass aus strukturellen Formen der Evolution, weil sonst es wahrscheinlich nicht möglich wäre, das Reaktionszentrum zu bilden.
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Das zeigt Ihnen das gesamte Reaktionszentrum. Ich habe Ihnen im Detail schon erklärt, wie die Struktur des zentralen Komplexes ist, der in der Membran steckt. Daran angesetzt haben wir hier die Zytogrom-Undereinheit auf der Außenseite der Membran. Diese Hemmgruppen liefern elektronennach einen primären Elektroendonor, der sich hier befindet.
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Dann haben wir hier noch die H-Undereinheit. Sie sehen hier eine Transmembranhelix in Violett und hier eine größere löstliche Domäne auf der inneren Seite der Membran. Die H-Undereinheit als solche, die Sie hier noch mal sehen, ist nicht am Elektronentransfer beteiligt,
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hat aber unter Umständen eine Funktion beim Transfer von Protonen durch das Protein in die Kinonbindungsstelle. Hier noch mal schön zu sehen ist die Transmembranhelix, die die H-Undereinheit in der Membran verankert.
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Hier der globuläre Teil und dieser Teil hier scheint in der Membran mit den lichtsamen Proteinen zu wechselwirken, die sich hier befinden müssen, die wir jedoch bei der Reinigung abtrennen. Ansonsten ist die Funktion der H-Undereinheit wahrscheinlich die einer Matrix,
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an der der gesamte Aufbau dieses Reaktionszentrum, dieses ausgesprochen komplizierten Gebildes abläuft und ohne die wir keinen Aufbau dieses Komplexes haben können. Ich möchte hier noch Ihre Aufmerksamkeit auf das aminoterminale Ende der Zylochrom-Undereinheit lenken.
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Sie sehen hier die erste Aminosäure, die direkt an der Membranoberfläche anliegt. Von der Elektroendichte, das heißt von der Strukturanalyse hatten wir keinen Hinweis auf die Existenz eines in der Membran befindlichen Proteinsteils dieser Undereinheit. In der Hand der Experimentatoren erwies sich die Zytochrom-Undereinheit jedoch als Membranprotein.
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Ein Doktorand, Karl Weyer, hat dann hier an dieser Aminosäure zwei kovalent gebundene Fettsäuren entdeckt. Die Art und Weise der Bindung ist hier dargestellt.
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Wir haben hier als aminoterminale Aminosäure ein Zystein, daran gebunden über eine TiO-Aderbrücke ein Glycerin, wie man es in vielen Fetten findet, und daran über Esterbindungen zwei Fettsäuren. Bei den Fettsäuren handelt es sich um statistische Gemische von einfach ungesättigten C18-Fettsäuren
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oder einfach hydroxylierten C18-Fettsäuren. Dieser gesamte Membrananker befindet sich in der Detergensmizelle, die das Protein, die Proteine umgeben und ist somit in der Elektrondichte nicht sichtbar.
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Dieses Bild zeigt Ihnen das Reaktionszentrum als raumfühlendes Modell. Sie hatten quasi in den vorhergehenden Dias Durchblick durch das Reaktionszentrum. So haben Sie jetzt Aufblick auf das Reaktionszentrum. Sie sehen hier in weiß Kohlenstoffatome, die an der Oberfläche des Proteinkomplexes liegen,
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in rot Sauerstoffatome, in blau Stickstoffatome und in gelb Schwefelatome. Hier in braun dargestellt sind die Atome eines Bakteriofeophytins, die hier an der Oberfläche des Komplexes zu liegen kommen.
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Sie können eindeutig sehen, dass wir hier eine zentrale Zone haben, in der bevorzugt Kohlenstoffatome an der Oberfläche sich befinden. Diese machen die Hydrophobizität, also die Wasserabstoßenden Eigenschaften dieses intermembransteckenden Komplexes aus. Sie sehen hier eine Reihe von Stickstoffatomen in blau,
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das sind Seitenkettenatomen von basischen Aminosäuren, die vermutlich mit Phosphatgruppen wechselwirken und damit den Komplex sinkrecht zur Membranebene lokalisieren. Sie sehen hier oben Dominanz der blauen Farbe in der Zylochrom-Undereinheit,
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Dominanz der roten Farbe in der Haar-Undereinheit. Man kann das Ganze quantifizieren. Das ist hier getan in dünnen Schichten sinkrecht zu einer zweizeligen Symmetrieachse, die sinkrecht zur Membran verläuft, also Schichten parallel zur Membran. Sie sehen hier, dass die Oberfläche etwa zu 60 Prozent von Kohlenstoffatomen gebildet wird,
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wo das Protein in Kontakt mit der Innenseite der Zelle steht. In der Membran dann geht die Oberflächenbelegung auf 95 Prozent hoch und dann auf 57 Prozent zurück in der Gegend der Zytochrom-Undereinheit, also außerhalb der Zelle.
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Sie sehen hier gleichzeitig noch, dass der primäre Elektrondonor sich in der wasserabstoßenden Hydrophobenbereich der Membran befindet, während das Eisenatom und die Chinone sich bereits wie der impolaren Teil der Membran befinden. Die Dicke der wasserabstoßenden Schicht der Membran lässt sich hieraus abschätzen,
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beträgt etwa 30 Angströme. Dieses Tier zeigt Ihnen die Verteilung der geladenen Aminosäurereste im Protein. Sie sehen eine ähnliche Verteilung. Positiv- und negativ geladene Aminosäuren oben und innen, jedoch nicht im zentralen Membranbereich.
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Lediglich auf der Innenseite der Membran haben wir drei geladene Reste, die sich in hydrophobem wasserabstoßender Umgebung befinden und dort eine funktionelle Rolle oder strukturelle wichtige Rolle spielen. Wenn man dann versucht, die Netto-Ladungen auszurechnen,
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die sich an L- und M-Unter-Einheit an den Helix-Enden befinden, unter der Annahme, dass Asparaginsäuren, Glutaminsäuren, Carboxythermini negativ geladen sind, und Lysine, Alginine und Aminothermini positiv geladen, erhält man für die Innenseite zunächst mal eine Netto-Ladung von Null,
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für das aminotherminale Ende. Nach der Durchquerung der Kette durch die Membran erhält man für die Innenseite und die Helix-Enden, Entschuldigung, auf der Außenseite, eine Netto-Ladung von Minus 1. Durchquert man wieder die Membran, erhält man hier eine Netto-Ladung von Plus 3,
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auf der Außenseite dann wiederum negativ Minus 1, auf der Innenseite wieder Positiv, plus 1, auf der Außenseite wieder Minus 2. Die Verteilung von elektrischen Ladungen auf diesen Proteinen ist ausgesprochen asymmetrisch. Das hat zur Folge, dass wir die Ausbildung eines elektrischen Dipols
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an diesen Membranproteinen haben. Und ich muss Ihnen jetzt in Erinnerung zurückrufen, dass biologische Zellen elektrische Ladungen über die Membran haben, sogenannte Membranpotenziale in einer Orientierung, dass Zellen auf der Außenseite im Medium positiv geladen sind
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und auf der Innenseite negativ geladen sind. Das ist Folge der Aktion von Ionenpumpen, die elektrische Ladungen über die Membran verschieben. Dieses von Ionenpumpen etablierte Feld kann dann umgekehrt dazu dienen, die Membranproteine in der Membran zu orientieren,
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wenn sie diese asymmetrische Verteilung von Ladungen haben.