Konkret beschäftigen wir uns im Bereich der Photocorms mit Tris-Pyrazolyl-Mangan-Tricarbonyl-Komplexen.

Das Tris-Pyrazolyl ist ein tridentat-fascial bindender Ligand, der an einem oktayedrischen Metallzentrum dann noch drei Koordinationsstellen freilässt. Diese werden durch Carbonyl-Liganden besetzt. Man stellt das so her, dass man den tridentaten Giganten mit Mangan-Pentakarbonyl-Bromid umsetzt.

Das werden dann zwei Carbonyl-Liganden und das Bromid freigesetzt und durch den Schelator letztendlich ersetzt. Diese Verbindung ist dann eine Mangan-1-Verbindung mit einer 3D6-Lospin-Elektronen-Konfiguration.

Man erfüllt die 18-Elektronen-Regel und ist somit also stabil. Diese Verbindung kann man auch im Liganden auf verschiedenste Weise funktionalisieren, sodass man sie an Biomoleküle, an verschiedene andere Trägersysteme anbinden kann. Wenn wir solche Kandidaten für Photocorms herstellen, dann ist die erste Fragestellung natürlich erst mal,

wie schaut es mit der Stabilität dieser Verbindung aus? Das heißt, die werden in wässrigem Puffer gelöst, die müssen an Luft, in Wasser pH 7 stabil sein. Das kann man sich anschauen z.B. mit IR-Spektroskopie, weil diese fasiale Trikarbonyleinheit charakteristische zwei Banden aufweist.

Das kann man auch untersuchen, weil es ja diamagnetisch ist mit NMR-Spektroskopie usw. Da schaut man sich zunächst mal an, ob das überhaupt im dunklen, im wässrigen stabil ist. Anschließend möchten wir das natürlich photolithisch zersetzen, das CO freisetzen.

Dazu braucht man eine entsprechende durchstimmbare Lichtquelle, d.h. eine Weißlichtlampe mit Monochromator, wo man einzelne Wellenlängen auswählen kann oder idealerweise eine Laser-Lichtquelle. Die Freisetzung verfolgt man dann indirekt vor WISS-Spektroskopisch über den sogenannten Myoglobin-Assay.

D.h. man nutzt dabei die Bindung von Kohlenstoffmonoxid an das Eisenzentrum im Myoglobin in der Eisen-2-Form, in der reduzierten Form aus. Es gibt die sogenannte Q-Bande im Bereich um 550 Nanometer. Die unterscheidet sich halt für das unkoordinierte planare Eisen

und die Eisenspitze ist mit einem zusätzlichen axialen Karbonyl. Das kann man verfolgen und trägt dann in der Regel die Wellenlänge, also die Absorptionsänderung bei verschiedenen Wellenlängen gegen die Belichtungszeit aus, kann daraus unsere Kenngrößen ableiten. Das ist nämlich einmal die Halbwertszeiten. Man möchte möglichst kurze Halbwertszeiten haben,

das wirklich schnell, vollständig freisetzen und man kann aus der Sättigungskurve dann ablesen, wie viel CO-Äquivalente man überhaupt erhalten hat. Wenn man da erfolgversprechende Kandidaten hat, die Halbwertszeiten sollten im Bereich von 10 Minuten liegen, dann würde man halt anschließend hergehen

und das Ganze dann auch in In-Vitro-Systemen untersuchen. In-Vitro bedeutet also Zellkultur. Das sind in der Regel immortalisierte Krebszellen. Das heißt, die teilen sich quasi endlos weiter. Da kann man immer der Zellkultur dann einzelne Batches entnehmen,

inkubiert die dann halt mit seinem Metallkomplex unter unterschiedlichen Bedingungen und kann dann zum einen nachschauen, wie wird der Komplex überhaupt in die Zelle aufgenommen. Das tut man zum Beispiel mit Atomabsorptionsspektroskopie. Das heißt, man misst den Mangan-Gehalt in der Zelle und schaut halt, wie der sich verändert, wenn man unterschiedliche Konzentrationen

seines Wirkstoffkandidaten da hinzugibt. Mangan selber ist auch ein Bio-Spurenelement, aber das, was wir an Mangan dazugeben, das kann man vor diesem natürlichen Hintergrund doch sehr gut noch bestimmen. Und anschließend wird als weitere Kennzahl

der sogenannte IC50-Wert ermittelt. Das ist Inhibitory Concentration 50. Das heißt, das ist die Konzentration, bei der die Hälfte der Krebszellen abgetötet werden. In der Regel erhält man da also ein Konzentrationswirkungsdiagramm mit einer sigmoidalen Kurve und aus dem Wendepunkt kann man halt diesen IC50-Wert ableiten.

Und der soll natürlich bei möglichst niedrigen Konzentrationen liegen, damit wir möglichst wenig Substanz den potenziellen Patienten applizieren können. Da haben wir recht schöne Treffer gelandet mittlerweile, also Verbindungen, die zu einer Reduktion der Zellbiomasse nachbelichten, muss man sagen.

Ohne belichten sollen wir ja inaktiv sein. Bis zu 75 Prozent haben vergleichbar etablierten Zytostatika. Und jetzt muss man natürlich halt weitergehen und schauen, was für biochemische Mechanismen sind eigentlich für diesen Zelltod dann am Ende verantwortlich. Was passiert da, initiiert die Zelle wirklich das apoptotische Selbstmordprogramm.

Und dann kann man halt versuchen, wenn das da vielversprechend ist, man IC50-Werte im unteren mikromularen Bereich hat, dann halt das zum Beispiel in einem Tierversuch dann weiter auszuprobieren. Aber das ist sicher Zukunftsmusik

und lässt noch viel Raum für interessante Projekte und Forschung. Also die Zwei-Foton-Absorption, TPA-2-Photon-Absorption, das ist eine sehr attraktive Methode, weil man halt zwei Lichtquanten relativ niedriger Energie einstrahlen kann, zum Beispiel zweimal 800 Nanometer,

um dann halt eine Fotoreaktion auszulösen, die halt bei einer entsprechend niedrigen Energie, das wenn dann in diesem Falle 400 Nanometer stattfindet. Das Problem dabei ist, dass auch hier wie bei der Raman-Mikroskopie diese Two-Photon-Absorption-Cross-Sections, also wie viele Photon brauche ich eigentlich,

um diesen Zwei-Foton-Prozess auszulösen, dass das nicht wirklich gut bekannt ist, welche Strukturelemente man da verbraucht. Und es braucht auch einen relativ komplizierten laserspektroskopischen Aufbau, um das zu generieren und zu messen. Das ist im Prinzip eine sehr attraktive Sache,

weil man im Prinzip auch noch versuchen kann, die beiden Laserstrahlen korreliert orthogonal einzustrahlen, von verschiedenen Richtungen, sodass man das auch wirklich sehr scharf lokalisiert machen kann. Aber das ist halt eine Frage des entsprechenden Aufbaus. Da gibt es aber eine ganze Reihe von solchen fortgeschrittenen optischen Methoden,

mit denen man das auch versuchen kann zu machen.