Ein wichtiges Problem in der medizinischen, anorganischen Chemie, aber auch in der medizinischen

Chemie ist natürlich die Aufnahme von Wirkstoffen und die Verteilung dieser Wirkstoffe in Geweben und in Zellen, weil man halt bestimmte Zielstrukturen in den Zellen erreichen will, beispielsweise die DNA, die Mitochondrien als Kraftwerke der Zelle und typischerweise

wird dazu heutzutage die Fluoreszenzmikroskopie verwendet. Das Problem bei dieser Methode ist nicht darin, dass natürlich nur sehr wenige Verbindungen unter physiologischen Bedingungen fluoreszieren. Und wenn halt das Molekül, was einen interessiert, diese

Eigenschaften nicht aufweist, muss man halt einen externen Fluoreszenzmarker anfügen. Je nachdem, wie groß das Molekül ist. Was einen interessiert, kann es sein, dass der Marker sogar ein höheres Molekulargewicht hat als die markierte Substanz selber und es braucht wahrscheinlich nicht besonders viel Fantasie, sich vorzustellen, dass dadurch

die Bioverteilungseigenschaften, die Affinität für eine biologische Zielstruktur verändert werden. Der Rückschluss sozusagen auf die unmarkierte Verbindung ist dann immer mit einem gewissen Risiko behaftet und deswegen besteht ein großes Interesse an sogenannten

labelfreien Bioimaging-Techniken, wo man halt Eigenschaften, spektroskopische Eigenschaften eines Moleküls ausnutzt, die es ohnehin mitbringt, ohne dass man einen zusätzlichen Marker einfügen muss, um das halt zu verfolgen. Genannt wurde ja bereits die Atomabsorptionsspektroskopie, die halt letztendlich auf die Emissions- oder Absorptionslinien

des Metalls selber geht. Das ist natürlich eine Methode mit sozusagen binärer Ortsauflösung. Man kann nur sagen, es ist in der Zelle drin oder es ist nicht in der Zelle drin, aber man kann nicht mehr sagen, wo genau. Das heißt, man möchte eigentlich eine ortsaufgelöste Methode haben, wo man für jedes Volumenelement in der Zelle sagen kann,

ist es da drin und ist es da nicht drin. Eine interessante Methode, die auch wirklich subzelluläre Auflösung hat, also eine Skala von wenigen Nanometer nur, das ist die sogenannte Raman-Mikroskopie. Im Prinzip ist das nichts anderes als ein konfukales Lichtmikroskop, wo halt ein Laserstrahl auf verschiedene Volumenelemente,

sogenannte Voxel, in der Zelle fokussiert werden kann. Man riecht dann mit diesem Laserstrahl Schwingungen an nach dem Raman-Effekt, nimmt für jedes dieser Voxel ein solches Schwingungsspektrum, Raman-Spektrum auf, riecht damit natürlich alle Moleküle,

die sich in diesem Volumenelement befinden, an, kann daraus zum einen über zum Beispiel die Schwingungen der Amitbanden, die halt von Proteinen herrühren, oder auch solche zum Beispiel der Nukleobasen der DNA, feststellen, wo sind diese halt nukleolokalisiert,

wo ist mein Kern? Über CH-CC-Schwingungen kann ich auch so was wie Lipide zum Beispiel sichtbar machen. Und gerade bei den Karbonilverbindungen, die uns besonders interessieren, ist es jetzt so, dass die CO-Schwingungen dieser Karbonilkomplexe in einem Spektralbereich liegen, wo die natürlichen Bestandteile der Zelle keine Signale haben,

nämlich so oberhalb von ungefähr 1800 Wellenzahlen, wir nennen das ein spektroskopisches Fenster, wo man sozusagen in die Zelle hineingucken kann, ohne dass die Bestandteile der Zelle einem das Bild verschmieren. Und man nimmt dann halt Raman-Spektren für die einzelnen Volumenelemente auf, analysiert die bei verschiedenen Wellenzahlen,

wie hoch sind die Intensitäten, setzt das in ein Falschfarbenbild letztendlich an, wo die Farben dann für die Intensität bei den einzelnen Bandenlagen generieren. Ich kann dann halt zum Beispiel aus den Amitschwingungen in der Regel ein Bild der Zelle generieren, was der im optischen Mikroskop entspricht und ich sehe über die Karbonilschwingungen,

sehe ich halt meinen Komplex selber. Das ist auch insofern sensitiv und ein Indikator für das Bestehen, die Beständigkeit meines Komplexes in der Zelle, weil freies Kronstoff Monoxid hat eine andere Schwingungsfrequenz, zeigt das Signal bei einer anderen Wellenzahl als die

Metallkomplexe und auf diese Weise kann ich halt 2D und letztendlich, wenn ich entsprechende Messzeit investiere, auch 3D-Karten meiner Zelle generieren, in denen ich dann halt nachweisen kann, wo diese Karbonilkomplexe hingehen und für uns war halt das überraschende Ergebnis,

dass die sich insbesondere in der Zellkernmembran und im Nukleolus, das ist eine Struktur im Inneren des Zellkerns, anreichern, was insofern unerwartet ist, dass eigentlich die DNA nicht als primäre Zielstruktur für diese Verbindungen im Visier

hatten, sondern eigentlich mehr davon ausgegangen sind, dass es auf die Mitochondrien und die Atmungskette geht. Das ist sicher eine sehr interessante Methode, sie leidet ein bisschen unter der Empfindlichkeit, weil halt die Intensität des Raman-Signals im Vergleich

zum Fluoreszenz-Signal sehr, sehr schwach ist. Man braucht also relativ hohe Konzentrationen im Moment noch, die teilweise nicht im physiologischen Bereich liegen. Es gibt da Methoden, wo man durch Nahfeld Effekte an der Oberfläche von Nanopartikeln zu einer dramatischen

Signalverstärkung um etliche Größenordnungen führen kann. Das Problem dabei ist natürlich, dass man dann seine Nanopartikel in die Nähe des interessierenden Bereichs bringen muss und wahrscheinlich wird diese SERS, Surface Enhanced Raman Scattering und TERS, Tip Enhanced Raman

Scattering als allgemeine Methode wahrscheinlich keine Anwendung finden, aber wenn es um spezielle Fragestellungen geht, wo man sich ganz bestimmte Strukturen, zum Beispiel in der Zellmembran oder im Kern angucken will, wird das einem im Prinzip eine Empfindlichkeit bis hin zum Einzelmolekül-Nachweis liefern und das ist auch ein hochaktuelles Thema in der physikalischen

Biochemie und da sind sicher spannende weitere Entwicklungen zu erwarten in diesem Bereich. Um eine Zelle, also wir machen in der Regel 2D-Bilder, um die abzurastern, das liegt so in

einer Größenordnung von 30 Minuten ungefähr. Es hängt davon ab, ob man ein komplettes Raman-Spektrum natürlich aufnimmt. Wenn ich weiß, ich interessiere mich nur für den Bereich zwischen sagen wir 1.500 und 2.000 Wellenzahlen, da kann ich natürlich schneller drüber scannen als wenn ich, oder ich mache zwei Bilder bei zwei verschiedenen Wellenzahlen, als wenn ich

jedes Mal den ganzen Bereich typischerweise ja 400 bis 4.000 Wellenzahlen aufnehme. Das hängt aber, das ist letztendlich aber auch apparativ bedingt, wie oft muss ich integrieren, wie viele Scans mache ich überhaupt über das einzelne Volumen-Element zu gucken. Deswegen macht man in der Regel halt auch keine 3D-Bilder, weil das natürlich dann mit jeder Schicht,

die man aufnimmt, sich multipliziert, sondern man legt dann in der Regel einzelne Schnitte nochmal durch die Zelle hindurch, wo man quasi nochmal in die Tiefe guckt. Das ist insofern wichtig, weil man halt nachweisen will, dass der Komplex nicht auf der Zelloberfläche einfach ausgefallen ist und dann einen Film bildet, sondern wir wollen

ja innen drin haben und in diesem Schnitt, in diesen tiefen Bildern kann man das halt auch wirklich sehen, dass es drin ist und nicht nur obendrauf liegt. Also die Zellen müssen schon so ein bisschen stillhalten. Wenn man irgendwas hat, was mobil ist, so eine Armöbe, die einem dann da so wegkriecht während der Messe und dann ist das natürlich nicht so

geeignet, aber diese Methode funktioniert, da legen wir großen Wert darauf, explizit an das Immersionsobjektiv, das also in den Zellkultur-Puffer eintaucht und da sind die Zellen auch lebend und sind ganz zufrieden, während halt einige andere Methoden getrocknete

Zellen verwenden, wo dann das Wasser entzogen wird und natürlich ist dann zu einer Umverteilung der Moleküle bei diesem Trockenvorgang kommen. Also wir haben eine Mikroskopie mit diesem Immersionsobjektiv, das ist wirklich an lebenden Zellen, aber die sollten natürlich schon irgendwo auf der Mikroskop-Slide festgewachsen sein und dann nicht weglaufen. Wir haben das

auch versucht mit den Zymantrenverbindungen oder Verwandten, also im Prinzip den Reniumanalogen der Zymantrenverbindungen. Das Problem dabei ist, da haben wir bis jetzt keine

gescheiten Bilder erhalten können in Zellen. Die Vermutung liegt nahe, dass da andere Prozesse stattfinden, insbesondere wenn Verbindungen Fluoreszenz zeigen, wo halt die Anregungsenergie dann irgendwo anders hingeht, dass man dann halt keine guten Raman-Spektren mehr kriegt und das ist bei diesen Verbindungen die Vermutung,

dass das dahingeht. Die andere Sache kann natürlich einfach sein, dass da der Konzentrationsbereich noch nicht stimmt. Das braucht sehr viel Optimierung, weil halt auch diese Raman-Absorption-Cross-Sections im Prinzip, die die Intensität bestimmen,

dafür gibt es halt keine Systematikern. Also bei normalen IR-Schwingungen weiß man, welche Banden sind stärker, welche sind schwächer, das haben wir da eigentlich so systematisch, gibt es das eigentlich nicht. Das müsste man im Prinzip auch mal für eine ganze Substanzklasse bestimmen und dann vielleicht auch da die herauspicken zu können, die besonders intensive Signale ergeben. Also das war man mit diesen Trispyratz-Holy-Methan

eigentlich sehr glücklich, einen guten Treffer gelandet zu haben in mehrerer Hinsicht. Die hält man dann natürlich auch hoch und zeigt sich aber, es hat schon auch viel Optimierungsbedarf und es ist keine generelle Methode, die mit jedem Carbon-Ny-Komplex einfach

so funktioniert. Das ist die Einschränkung dabei leider.