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The Regulation of Protein Synthesis

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 Ochoa, Severo

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The Regulation of Protein Synthesis
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340
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Abstract
Severo Ochoa was a Spanish biochemist. One of the many stations on his international career was Berlin, where he worked under Otto Meyerhof, recipient of one of the 1922 Nobel Prizes in Physiology or Medicine, from 1929 to 1930. During this period, Ochoa learned German. And, although not having lived in a German speaking country for almost 50 years, he decided to re-activate his knowledge for the present lecture. Ochoa’s Lindau lectures are generally concerned with three major themes: the genetic code, cancer and the regulation of protein synthesis. The first topic is linked to the work that gained Ochoa the 1959 Nobel Prize in Physiology or Medicine. Together with Arthur Kornberg, he had elucidated the basic biochemical mechanisms of RNA and DNA synthesis. The latter two topics gained importance in his later career, which inter alia brought him to the Roche Institute of Molecular Biology in Nutley, New Jersey, where he worked from 1974 to 1985.The present lecture deals, in a rather technical fashion, with some recent and on-going experiments done at the Roche Institute. These experiments all fall into the domain of the regulation of protein synthesis. After introducing his collaborators first (which is rather unusual in scientific presentations), Ochoa talks about eIF2. eIF2 is a so-called initiation factor, which is required for intracellular protein synthesis to commence. eIF2 is furthermore a protein itself. At the Roche Institute, different aspects of eIF2 biochemistry were studied using reticulocytes, “immature” red blood cells. In these cells (and others), eIF2 may be deactivated by phosphorylation, which is accomplished by enzymes called protein kinases. The cell uses this regulation mechanism if the available nutrients are not sufficient for protein synthesis, for example. In great technical detail Ochoa discusses the properties of eIF2, the eIF2 kinases and the effects of inhibitors such as haemin on the regulatory mechanisms. In his next Lindau lecture, which he gave three years later, in 1981, he should elaborate further on these issues, again in German.After ending his work at the Roche Institute, Ochoa returned to Spain, where he lived until his death in 1993. From 1963 to 1990, he participated in ten Lindau Meetings. David Siegel
40:56
Computeranimation
Transkript: Deutsch(automatisch erzeugt)
00:22
Meine Damen und Herren, ich werde versuchen, meine Rede auf Deutsch zu halten. Eine Sprache, die ich sehr gerne spreche, aber auf welche ich mich leider nicht mehr fließend ausdrücken kann.
00:43
Vor allem möchte ich Frau Dr. Fräulein Dr., Entschuldigen Sie, Roswitha Schmid, für ihre schöne Übersetzung meines englischen Textes herzlich danken. Nun, meine Damen und Herren, möchte ich heute über Versuche berichten, über die Mechanismen der Regulation der Proteinsynthese,
01:16
die bei uns im Rochinstitut Etnatli über die zwei letzten Jahre ausgeführt worden sind.
01:28
Die sind zum Teil schon veröffentlicht, zum Teil sind sie noch im Laufe der Veröffentlichung. Am ersten Bild möchte ich die Namen meinen jungen Mitarbeiter zeigen. Das ist der Bild, bitte.
01:44
Herr Ashish Datta aus New Delhi, Indien, Herr Cesar de Haro und Jose Manuel Sierra aus Spanien. In prokaryotischen Zellen mit kurzlebigem Messenger RNAs wird die Gen-Expression hauptsächlich auf der Ebene der Transkription gesteuert.
02:09
In prokaryotischen Zellen hingegen haben die Messenger RNAs in Allgemeinen eine längere Lebensdauer und die Gen-Expression kann nicht nur auf der Ebene der Transkription, sondern auch der Translation gesteuert werden.
02:30
Die Tatsache, dass die translationale Hämone teilweise im Stadium der Polypeptidketteninitiation erfolgt,
02:41
dürfte für die größere Anzahl und die größere strukturelle Komplexität der prokaryotischen Initiatonsfaktoren im Vergleich mit ihren prokaryotischen Partnern verantwortlich sein. In Reticulozyten erfolgt die Ersteuerung der Globin-Synthese auf der Ebene des Hemms, der prosthetischen Gruppe des Hemoglobins.
03:13
Seit mehreren Jahren weiß man, dass die Proteinsynthese in Reticulozytenlisaten in Abwesenheit von Hemin nur kurzzeitig aufrecht erhalten wird.
03:26
Rosso Ravinovitz zeigte, dass Hemin die Bildung eines Inhibitors der Ketteninitiation aus einem Proinhibitor von ähnlichem Molekulargewicht verhindert.
03:43
Die Synthese von Protein in einem Lisat von kaninchen Reticulozyten kommt zum Stillstand. In ungefähr zehn Minuten, wenn man nicht Hemin der Inkubationsmischung beifügt, die Zugabe des
04:01
Inhibitors im Gegenwart von Hemin hat die gleiche Wirkung wie das Weglassen von Hemin. Das nächste Bild bitte. Also, da wird die Proteinsynthese gemessen durch Inkubation von einer markierten Aminosäure in zykloessige und lösliche Material in der Zeit.
04:27
Also, mit Hemin, das geht vor längere Zeit, in Abwesenheit von Hemin, es kommt zum Standstill in einigen Minuten.
04:42
Und das ist Amwesenheit von Hemin und auch in der weiteren Amwesenheit von dem partiell gereichlichen Inhibitor. Kürzlich wurde gezeigt, dass der Inhibitor eine zykliche AMP-Adenosinmonophosphat-unabhängige Proteinquinase ist,
05:06
wie die Phosphoryllierung der kleinen 38.000 Daltungen unter Anheit des Initiationfaktors EIF2. EIF2 ist eine Abkürzung für eukaryotischen Initiationfaktor 2 katalysiert.
05:28
Dieser Faktor bildet einen ternären Komplex mit dem Initiatur Methionyltransfer RNA und GTP-Uanosin-Triphosphat,
05:44
welcher durch Bindung eines 40S-Ribosomes einen 40S-Initiationkomplex bildet. Die Phosphoryllierung von EIF2 macht den Faktor inaktiv bei der Ketteninitiation.
06:03
Somit ist der Translationsinhibitor eine EIF2-EIF2-Künase. Der Mechanismus der Umwandlung des Proinhibitors in aktive EIF2-Künase, in den Inhibitor aktive EIF2-Künase, war unbekannt.
06:29
Wir fanden, dass die Umwandlung von Proinhibitor zu Inhibitor durch zyklische AMP-abhängige Protein-Künase oder ihre katalytische Unteranheit veranlasst werden kann.
06:47
Diese Beobachtung stimmt überein mit der Ansicht, dass wie im Falle der Phosphoryllase-Künase die inaktive EIF2-Künase durch Phosphoryllierung aktiviert wird,
07:04
katalysiert durch zyklische AMP-Protein-Künase. Chemin blockiert die Aktivierung von zyklisch AMP-abhängiger Protein-Künase durch zyklisch AMP und hemmt dadurch die Proinhibitor-Inhibitor-Umwandlung.
07:27
Der experimentelle Beweis stimmt mit dem erstellten Modell überein. Die Protein-Künassen katalysieren die Phosphoryllierung von Proteinen durch ATP,
07:45
Adenosin Triphosphat oder GTP und können in zwei Hauptgruppen eingeteilt werden. Zyklisch AMP-unabhängige und AMP-abhängige Protein-Künassen.
08:03
Die Aktion der Protein-Künassen führt zur Phosphoryllierung von Serin- und Trioninresten in Proteinen. Die EIF2-Künase gehört zu der gleichen Gruppe von CAMP-unabhängigen Protein-Künassen wie die Phosphoryllation-Künase.
08:26
CAMP-abhängige Protein-Künassen haben zwei Arten von Untereinheiten, jeweils zwei von jeder Art, nämlich eine regulatorische und eine katalytische.
08:41
Es ist bemerkenswert, dass die Aktivierung durch CAMP auf seiner Bindung an die regulatorische Untereinheit unter Freigabe der aktiven katalytischen Untereinheit beruht. Von der Phosphoryllation-Künase war bekannt, dass sie in zwei Formen nicht
09:05
phosphorylliert, das heißt inaktiv, und phosphorylliert, das heißt aktiv, vorhanden sein kann. Die Phosphoryllierung wird von CAMP-abhängiger Protein-Künase katalysiert.
09:21
Wir fanden, dass die Proteinsynthese in heminhaltigen Reticulozytenlisaten nicht nur durch die CAMP-unabhängige EIF2-Künase-Inhibite gehemmt wird, sondern auch durch CAMP-abhängige Protein-Künase und noch stärker durch deren katalytischen Untereinheit gehemmt wird.
09:51
Die typischen Ergebnisse, das nächste Bild bitte, zeigt das nächste Bild. In A oben links wird die Wirkung der EIF2-Künase vollkreist und von CAMP-abhängiger Protein-Künase-Quadrate aus Rinderherzmuskel BHK verglichen.
10:18
In B unten links sieht man den Vergleich der Wirkung der Abwesenheit von Häminen, voller Kreise,
10:29
mit der Wirkung von zwei verschiedenen Konzentrationen von BHK, katalytischer Untereinheit Quadrate, im Gegenwart von Häminen.
10:41
Die Wirkung von Künase und katalytischer Untereinheit als Funktion ihrer Konzentration ist in der Abbildung C und D rechts oben und unter dargestellt. Beide sind starke Inhibitoren. Die katalytische Untereinheit ist jedoch der Stärkere.
11:06
Daher erhält man eine 50-prozentige Hämung mit etwa einem Mikrogramm BHK, das ist das Enzym, während das ganze Enzym würde die gleiche Hämung mit 0,15 Mikrogramm katalytischer Untereinheit erfordert.
11:29
Die dargestellten Ergebnisse werfen die Frage auf, ob EIF2 sowohl durch cAMP -unabhängige EIF2-Künase als auch cAMP-abhängige Protein-Künase phosphorylliert werden kann,
11:50
oder ob die Wirkung der Zylesterung Enzyms indirekt ist. Um diese Frage zu beantworten, verwendeten wir einen ternären Komplex Bildung und Test.
12:04
Wir fanden, dass die Bildung des ternären Komplexes EIF2-GTP mit UNIL -TRNA gehemmt wird durch kurzzeitige Inkubation von EIF2 mit EIF2-Künase und ATP.
12:23
Dies trifft jedoch nur auf, wenn man teilweise nicht stark gereinigte EIF2 verwendet. Wir interpretierten dies so, dass EIF2 nicht durch einfache Phosphoryllierung seiner 38.000 Doltons Untereinheit inaktiviert wird,
12:51
sondern durch Komplexbildung zwischen dem Phosphoryllierten Faktor und einem anderen Protein, das als Verunreinigung in EIF2-Präparaten vorhanden ist.
13:07
Später fanden wir, dass diese Interpretation falsch war. Trotzdem aber konnten wir den ternären Komplexversuch für unsere Zwecke verwenden, vorausgesetzt, dass wir relativ ruhige Präparate von EIF2 verwendeten.
13:28
Wie das nächste Bild bitte zeigt, reduziert die Inkubation mit EIF2-Künase und ATP sehr schnell die Fähigkeit von EIF2 zu Bildung eines ternären Komplexes.
13:47
Das auf der linken Seite. Bei kurzen Inkubationszeiten rechts ist die Inaktivierung von EIF2 proportional zur EIF2-Künase-Konzentration.
14:02
Die Inaktivierung von EIF2 ist ohne Zweifel die Folge einer Phosphoryllierung des Faktors, denn es erfolgt keine Hemmung in Anwesenheit von ATP.
14:21
Sieht man? Und ohne ATP keine Hemmung. Wie man fern in A längs sieht, sind die CAMP-Aufhändige von der Inkubation
14:42
von Rinderherz- oder Kinnchen-Retikulozyten oder die katalytische Unterahnheit inaktiv in diesem Test.
15:00
Diese Ergebnisse zeigen deutlich, dass die Hemmung der Translation, das ist die Proteinsynthese, in Retikulozyten und Lysaten durch CAMP-abhängige Protein-Künase indirekt erfolgt. Die wahrscheinlichste Erklärung für die Hemmung der Translation in Lysaten durch CAMP-abhängige Protein-Künase ist, dass diese als eine
15:33
Kinnase einer Kinnase zur Katalysierung der Umwandlung von Pro-Inhibitor in den Inhibitor wirkt durch Übertragung von Phosphat aus ATP.
15:46
Dies wäre eine strenge Analogie zur Deaktivierung der Phosphorylase-Künase durch CAMP-abhängige Protein-Künase. Um diese Hypothese zu testen, wurde Rohr-Poin-Rebit, das ist inaktive EIF2-Künase,
16:07
aus frischem Lysat durch Chromatographie auf CM-Cephadex C50 nach Groß-Mohr-Avinovitz dargestellt.
16:21
Es wurde mit oder ohne katalytische Unterhandheit und ATP inkubiert und die Reaktionsmischungen dann auf Inhibitor, aktive EIF2-Künase, Bildung untersucht mit Hilfe des ernähren Komplex-Tests.
16:44
Es ergab sich eine signifikante Hemmung, wenn der Poin-Inhibitor sowohl mit katalytischer Unterhandheit als auch ATP inkubiert wurde.
17:14
Man hat früher berichtet, dass Hämien die Aktivität von CAMP-abhängiger Protein-Künase von kaninchen Reticulozyten haben.
17:46
Wir bestätigten diese Beobachtungen, fanden jedoch, dass Hämien keine Wirkung haben, wenn man nur die katalytische Unterhandheit statt die ganze Protein-Künase verwendet.
18:01
Diese Ergebnisse zusammen mit unserem Befund, dass die EIF2-Künase durch Phosphoryllierung katalysiert durch CAMP-abhängige Protein-Künase aktiviert wird, weisen darauf hin, dass Hämien diese Aktivierung verhindert durch Blockierung der Dissoziation von CAMP-abhängiger Protein-Künase durch CAMP.
18:31
Diese Hypothese ließ sich direkt demonstrieren durch Verwendung von rohem Poin-Inhibitor, präpariert durch CM-Cefadex-Klomatographie von frischen Post-Tribosomalinüberstand aus Reticulozyten-Lysate.
18:52
Dieses Präparat, das mit Histon als Substrat untersucht wurde, enthält eine sehr aktive Protein-Künase, die stark von CAMP-abhängig ist.
19:06
In den Versuchen wurde die Aktivierung von EIF2-Künase, wie vorher, durch Hemmung des der Nernkomplexbildung bestimmt. Wie das nächste Bild zeigt, erfordert die EIF2-Künase-Aktivierung aus ATP entweder CAMP-Säule 2 oder die katalytische Untereinheit-Säule 4.
19:41
Darüber hinaus wurde die durch CAMP-geförderte Umwandlung durch Dissoziation von endogener Protein-Künase völlig abgeschaltet durch 45 µmH3. Jedoch jene, die durch die katalytische Untereinheit veranlasst wurde, war nicht signifikant beeinflusst durch Hemmingsäule 5.
20:16
An der rechten Seite sieht man den Einfluss der Heminkonzentration auf die Aktivierung der EIF2-Künase.
20:27
Unter den Versuchsbedingungen wurde die Umwandlung durch 45 µmH3 völlig blockiert. Der 50-prozentige Wert lag bei etwa 15 µmH3.
20:43
Während relativ hohe Konzentrationen, das nächste Bild bitte, 15 µmH3 des zyklischen Nukleotids, das ist CAMP, in dem Bild links dargestellten Versuche verwendet wurden, muss betont werden,
21:10
dass CAMP die Aktivierung von EIF2-Künase, das heißt die Pro-Inhibitor-Inhibitor-Umwandlung, bei physiologischen Konzentrationen fördert.
21:23
Wir fanden, dass die Konzentration von CAMP in kaninchen Reticulozytenlisaten ungefähr 0,1 µmH3 beträgt. Unter den Bedingungen des Proteinsyntheseversuchs ist die Konzentration von CAMP ungefähr 0,05 µmH3.
21:45
Ingegenwärt eines Phosphodiesteraseinhibitors verursachte 0,05 µmH3 CAMP eine 65-prozentige Umwandlung von Pro-Inhibitor zu Inhibitor.
22:04
Eine 50-prozentige Umwandlung wurde durch etwa 0,02 µmH3 CAMP erhalten. Also in dem Gebiet hier. Chemin verhindert die Dissoziation des Protein-Künase-Holoenzymes durch CAMP
22:26
durch Blockierung der Bindung des zyklischen Nukleotids an die regulatorische Untereinheit. Die Bindung von Tridium-markiertem 3-CAMP an Rinderherzprotein-Künase, regulatorische Untereinheit von
22:45
Rinderherz-Künase und CAMP-abhängige Protein-Künase aus kaninchen Reticulozyten wurde durch Chemin verhindert. Das nächste Bild bitte. Das ist die Bindung von markiertem CAMP als Funktion des Cheminkonzentrations.
23:07
Das war die Künase aus Rinderherz. Das war regulatorische Untereinheit von derselben Künase. Und das war die ganze Künase aus Reticulozyten gelösert.
23:21
Sie sehen, dass etwa 40 Mikrobola-Chemin die Bindung von CAMP völlig blockiert. Und das ist die Konzentration von Chemin, die die Proteinsynthese in Reticulozyten gehen lässt.
23:41
Die Befunde weisen darauf hin, dass Chemin sich an die regulatorische Untereinheit von CAMP-abhängiger Protein-Künase bindet und die Bindung von CAMP blockiert. Dies wurde gezeigt durch Untersuchung der Bindung von 3-H-Chemin, das markiertes Chemin, an Rinderherz-Künase und die regulatorische Untereinheit.
24:08
Die Bindung von markierten Chemin und markiertem CAMP wurde bestimmt durch die Whole-Schooling-Methode von Baxter und Tompkins.
24:22
Wenn die Bindung des radioaktiven Leganten spezifisch ist, wird sie völlig eliminiert durch die Gegenwart eines großen Oberschusses von nicht-radioaktiven Leganten. Die nicht-spezifische Bindung wird dagegen nicht beeinflusst.
24:45
Eine Einzahl von Proteinen kann Chemin nicht spezifisch binden, aber BHK, wo Weinhardt kein ist, das Rinderherz-Enzym, zeigt nur eine spezifische Chemin-Bindung.
25:01
Das nächste Bild bitte, links. Bei Sättigung würden ungefähr zwei Mal Chemin pro Mal BHK-Struktur, zwei regulatorische, zwei katalytische Untereinheiten, oder ein Mal pro eine Untereinheit gebunden.
25:20
In der Bildung, auf der rechten Seite, wird die spezifische Bindung von 3-H -CAMP und 3-H-Chemin, ein BHK-Rindherz-Künase, als Funktion ihrer Konzentration verglichen.
25:42
Die Punkte für die beiden Leganten fallen auf dieselbe Kurve. Die Affinität von Chemin für BHK ist etwa ein Drittel so hoch wie jene von C-AMP, das ist sehr hoch. Die Dissoziation konstante für die Reaktion Chemin plus BHK umgekehrte Pfeilen, Chemin-BHK-Komplex ist ungefähr 10 hoch minus 6 molar.
26:13
In anderen Experimenten haben wir gezeigt, dass Chemin sich an die regulatorische, aber nicht an die katalytische Untereinheit von C-AMP-abhängigen Protein-Künase bindet.
26:26
Ferner ergab sich, dass während ein Überschuss von nicht markiertem Chemin, sowohl markiertes Chemin als auch zyklisches A-AMP-gebunden an Protein-Künase verdrängen kann,
26:42
ein Überschuss von nicht markiertem C-AMP, nur gebundenes markiertes C-AMP verdrängen kann. Dies kann man so interpretieren, dass C-AMP und Chemin sich an verschiedene Orte der regulatorischen Untereinheit binden.
27:05
Diese Ergebnisse stimmen überein mit der Ansicht, dass Chemin die C-AMP-Bindung an die katalytische Untereinheit verhindert, durch eine Veränderung der Konformation des Moleküls, wodurch der C-AMP-Bindungsort allosteröisch blockiert wird.
27:26
Während C-AMP ein an Protein-Künase gebundenes Chemin nicht ersetzen und daher die translationale Wirkung von Chemin nicht umkehren kann, vermag Globin diese Wirkung völlig umzukehren. Globin hat eine sehr hohe Affinität
27:47
für Chemin und ist hochwirksam kompetitiv mit der regulatorischen Untereinheit für die Cheminbindung. Daher synthetisiert der Retikulosit Globin, solange Chemin zur Verfügung steht. Und die Synthese
28:07
hört auf, wenn genug Globin produziert worden ist, um alles vorhandene Chemin zu binden. Ich komme jetzt zum Mechanismus der Hemmung von Initiation. Wie bereits gesagt, führt die Anwesenheit von aktiver EIF2-Künase, das ist Enghebet,
28:29
und ATP in Hemminhaltigen Retikulozytenlöser in wenigen Minuten zu einer Beendigung der Protein-Synthese.
28:41
Da unter solchen Bedingungen die kleine Untereinheit des Initiation-Faktors EIF2 phosphoryliert wird, hat es den Anschein, dass die phosphorylierte EIF2 bei der Initiation unwirksam ist. Jedoch die Behandlung von gereinigtem EIF2 mit EIF2-Künase und ATP
29:09
interferiert nicht mit ihrer Fähigkeit, der nähere oder 40S-Initiationskomplexe zu bilden. Andererseits wird die Bildung des Komplexes gestürt, wie bereits erwähnt, wenn teilweise gereinigte EIF2 verwendet wird.
29:31
Das lässt wir ermuten, dass bei der Inhibition der Translation ein anderer Faktor oder Faktoren beteiligt ist, der inlisierten und partiell gereinigten EIF2-Präparaten anwesend ist.
29:49
Unter Verwendung der Inhibition der tenären Komplex-Bildung trennten wir EIF2 von
30:01
einem anderen Faktor, der zusammen mit EIF2 in ribosomalen Salzwaschungen vorhanden ist. Dieser Faktor ist für die Hemmung erforderlich, wenn EIF2 mit EIF2-Künase und ATP inkubiert wird.
30:23
Zu unserer Überraschung erwies sich der neue Faktor als ein potenter Stimulator der Aktivität von EIF2. Er stimuliert sowohl die ternäre als auch die 40S-Komplexbildung.
30:41
Wir überzeichnen diesen Faktor als ESP, das heißt EIF2-stimulierendes Protein. Obwohl ESP die Fähigkeit von unphosphorylierter EIF2 zur Bildung von ternären oder 40S-Initiationkomplexen verstärkt, hat er keine Wirkung.
31:09
Auch phosphoryliertes EIF2. Bei den niedrigen Konzentrationen, die in ihre Ticolozytenlisaten vorhanden sind, ist EIF2 virtuell inaktiv ohne ESP.
31:25
Daher wirkt der hemmingesteuerte Translationsinhibitor EIF2-Künase durch Auslöschung der stimulierenden Wirkung von ESP. ESP hat keine Wirkung in Anwesenheit von EIF2. ESP hat keine Wirkung in Abwesenheit von EIF2.
31:50
Das nächste Bild bitte. In Abwesenheit von EIF2. Es stimuliert jedoch ausgeprägt die ternäre Komplexbildung durch EIF2, als Sie hier sehen, als Funktion der steigenden Konzentration von ESP.
32:10
Die Inkubation mit EIF2-Künase und ATP ist ohne Wirkung auf die ternäre Komplexbildung mit EIF2 allein.
32:23
Die untere Linie. Aber stark die Stimulierung kommt, die normalerweise durch ESP erfolgt. Vergleichen wir diese beiden Kurven. Das, was auf den ternären Komplex, das nächste Bild bitte, zutrifft, gilt ebenso für die Fursi-Esch-Initiation Komplexbildung.
32:49
Daher wird die geringe Menge von Komplex, die in Abwesenheit von ESP gebildet wird, nicht mehr beeinflusst durch Vorinkubation mit EIF2-Künase und ATP, Säulen 1 und 2.
33:07
Während eine der Art der Vorinkubation die erhebliche Stimulierung durch ESP virtuell auslöscht, den Säulen 3 und 4 zu vergleichen.
33:21
Bei niedrigeren Konzentrationen von EIF2, das nächste Bild bitte, steigerte ESP die ternäre Komplexbildung nahezu 40-fach, 36-fach. Bemerkenswert ist, dass ESP, ebenso wie EIF2, empfindlich gegenüber SH-Sulfhydryl bindenden Reagenzen ist,
33:49
wie z.B. N-Etyl-Malleumid und Parachloro-Mercury-Benzensulfonat. Der Mechanismus der Hemmung der Proteinsynthese durch den Hemin gesteuerten Translationsinhibitor
34:05
ist nun klar. Die Phosphoryllierung der 38. Dolkenspundereinheit von EIF2, katalysiert durch EIF2-Künase im Gegensatz von ATP, eliminiert die Wirkung von ESP, EIF2-stimulierendes Protein.
34:26
Ein Protein, das unentbehrlich für die EIF2-Aktivität bei physiologischen Konzentrationen des Faktors ist. ESP kann durch Komplexbildung mit intaktem, aber nicht mit phosphorylliertem EIF2 wirken,
34:53
wodurch das Gleichgewicht der ternären Komplexbildung zugunsten dieser Reaktion verlagert wird.
35:00
EIF2 besteht aus drei Unteranheiten und hat ein Gesamtmolekulargewicht von ungefähr 160.000. Das Molekulargewicht von ESP beträgt etwa 200.000.
35:21
Daher würde ein Komplex von EIF2 und ESP eine Masse von über 350.000 Dolkens haben. Das System von Proinhibitor und Inhibitor ist auch in allen Zellen vorhanden.
35:41
Eine wichtige Tatsache ergab sich aus unseren Studien, nämlich, dass die Proteinsynthese durch CAMP reguliert werden kann und sehr wahrscheinlich wird. Bereits um 1960 hat man beobachtet, dass Glucagon und CAMP die Proteinsynthese in Leberschnitten haben.
36:11
Aber die Bedeutung dieses Befundes konnte zu jener Zeit nicht bewertet werden. Im Jahr 1972 zeigten Blocks Herrn und seine Mitarbeiter eine Hemmung der Proteinsynthese durch CAMP in zellfreien Rattenleberpräparaten.
36:33
Ihre Untersuchungen unterstützen stark die Beteiligung von CAMP-abhängiger Proteinsynthese bei der Steuerung der Translation.
36:45
Die umgekehrte Beziehung zwischen Zellwachstum und CAMP-Spiegel, die die Arbeiten von Pastan und anderen gezeigt haben, lässt sich nun erklären angesichts der identischen Beziehung zwischen Proteinsynthese
37:06
und CAMP-Spiegel, auch welche die hier dargestellten Arbeiten hinweisen. Tom King und seine Mitarbeiter zeigten, dass CAMP und Prostaglandin E1, dass die intracelluläre Konzentration von CAMP steigert,
37:27
dass Wachstum von Mose-Lymphom-S49-Zellen in Kultur kämmten, aber weit weniger wirksam waren auf eine Variante, die einem niedrigen Gehalt von CAMP-abhängiger Proteinsynthese hatte.
37:57
Zellwachstums durch CAMP-abhängige Proteinsynthese vermittelt wird.
38:05
Sehr wahrscheinlich ist die Hemmung des Zellwachstums eine Folge der Hemmung der Proteinsynthese. Nun zusammenfassend lasse ich das Folgende sagen. Ein System der Steuerung der Translation bei Eukaryoten besteht aus a. einem Poinhibitor und b. einem Inhibitor der Polypeptidketeninitiation.
38:35
Der Inhibitor, aktive EIF2-Gynase, eine CAMP-unabhängige Proteinkynase,
38:44
katalysiert die Phosphorylierung der Kleinen und Einheit des Polypeptidketeninititionsfaktors EIF2. Dies blockiert die stimulierende Wirkung von ESP. Ohne das EIF2 nicht befähigt ist, einen Initiationskomplex zu bilden, der eine Voraussetzung für die Translation ist.
39:10
Unsere Beobachtungen stimmen mit der Ansicht überein, dass der Poinhibitor in den Inhibitor umgewandelt wird durch Phosphorylierung, katalysiert durch eine CAMP-abhängige Proteinkynase.
39:29
Dies ist analog zur Umwandlung von inaktiver Phosphorylierung zu aktiver Phosphorylierung. Wie im Falle des Phosphorylastesystems wird die Änderung der Aktivität produziert
39:48
durch Phosphorylierung von EIF2-Gynase und EIF2, das nächste Bild bitte, wahrscheinlich umgekehrt durch Dephosphorylierung, katalysiert durch spezifische Proteinphosphatassen.
40:07
Die Phosphatassenwirkung sind hier dargestellt. Chemien haben die CAMP-induzierte Dissoziation der regulatorischen und katalytischen Unteranheiten
40:24
von CAMP-abhängiger Proteinkynase durch Bindung an die regulatorische Unteranheit des Enzyms. Dadurch wird die Bindung von CAMP allosterisch blockiert. Daher verhindert die Aktivierung von EIF2-Gynase durch Chemien von der CAMP-abhängigen Proteinkynase.